Trudne początki preparatyki aparatów kopulacyjnych

[Maciej Sosnowski]

Powoli w wolnych chwilach zaczynam zabierać się za naukę sporządzania preparatów z aparatów kopulacyjnych microlepidoptera. Niestety nie mogę powiedzieć, żeby to były łatwe początki. Na ten moment dla bezpieczeństwa ćwiczę tylko na gatunkach możliwych do oznaczenia po cechach zewnętrznych, więc potencjalne niepowodzenie nie niesie za sobą konsekwencji poważniejszych od irytacji. I chyba jeszcze na jakiś czas przy takich właśnie gatunkach pozostanę. Może nie było najlepszym pomysłem zaczynanie od Gelechiidae i konieczności mierzenia się z techniką unrollingu, którą udało mi się zepsuć w sposób absolutnie spektakularny. Wiem, że na forum są osoby, które robiły preparaty z motyli z tej rodziny, więc do nich kieruję swoje pytanie: jakich narzędzi powinienem użyć do bezpiecznego nacięcia aparatu bez ryzyka uszkodzenia go w kilku dodatkowych miejscach. Czytałem na forum o wykorzystaniu igły insulinówki, ale może istnieją inne sposoby? Jeśli ktoś inaczej niż wspomnianym sposobem radzi sobie z tym problemem, to byłbym wdzięczny za informację.

[adam k.]

Maćku, jestem pierwszy, mam nadzieję, że będą inne porady.

Instrumentarium używane do sekcji aparatów kopulacyjnych, tak jak w innych dziedzinach micro-manualnych czynności, zależy od przyzwyczajeń, zdolności i wcześniej pobieranych nauk osoby preparującej. Niesamowicie długie i mądre zdanie mi wyszło, prawda?
Najważniejsze, aby popróbować różnych metod i przekonać się do takiej, lub tych, najlepiej pasujących do własnych zdolności manualnych. Wśród moich narzędzi obecnie najczęściej wykorzystywanych do dzielenia aparatów na części, znajdują się dwie ulubione pincety do mikrochirurgii.
Praktycznie bardzo rzadko rozcinam, częściej rozrywam w miejscach łączenia.
Kiedyś na forum Mietek pisał o bardzo dobrych, kosztownych pincetach http://www.dumonttweezers.com/. Można znajdować podobne w sklepach medycznych np. naszego producenta z Rudnik https://tiny.pl/rlzq3 , takich używam https://tiny.pl/rlzqz, tylko starszych.
Dobrze wyostrzona pinceta równie może rozcinać jak nożyk, krawędź igły insulinowej, lub inne ostre miniaturowe krawędzie.

[Marek Hołowiński]

W prawej ręce mam strzykawkę z zakrzywioną igłą zakończoną minucją, w lewej szpilkę 0 i to w zasadzie wystarcza do pracy przy aparacie. Do przecinania niektórych elementów budowy stosuję skalpel. Czasami pomocne mogą być i inne narzędzia stosowane w preparatyce owadów...
Trzeba zapoznać się z budową genitaliów danej grupy i w oparciu o to próbować oddzielać je od odwłoka. Dobrze jest najpierw pozbyć się opylenia.
A Twój motyl to Aroga velocella. Aparat kopulacyjny jest bardzo charakterystyczny.

[Maciej Sosnowski]

Dziękuję za wszystkie informacje, mam nadzieję, że następnym razem pójdzie mi nieco lepiej. A motyla oznaczyłem już dawno temu. Tak jak pisałem, obecnie wykonuję preparaty tylko z oznaczonych okazów.

[Grzegorz Banasiak]

Maciek, nie kombinuj zbyt mocno, trzymaj się prostych rozwiązań i próbuj opanować technikę manualnie. Najlepiej to się robi na suszu z samołówek, w sezonie zgromadź sobie trochę takiego materiału, żeby móc swobodnie i bez stresu eksperymentować. Nie zaczynaj od Nepticulidae , zrób mniejsze zwójki czy najmniejsze Pyralidae. Jak natkniesz się na problem - to pisz emaila, zadzwoń - podpowiem.

Mam w planie opisanie procedury preparowania genitaliów (mniej więcej tak jak opisałem organizację zbioru) ale trochę brakuje mi czasu.
Więc w skrócie:
1. używam nie 10% ale 15% KOH - wodorotlenek potasu jest nieco agresywniejszy i szybciej działa
2. stosowałem kiedyś macerację w temperaturze pokojowej przez noc ale nie była to stabilna procedura
3. teraz zdecydowanie gotuję. Mam metalowe i plastikowe |(autoklawowalne a więc odporne na wyższą temperaturę) stojaki na małe probówki
- przygotowuję w płytkach plastikowych do hodowli bakteryjnych np. 12 dołkowych wodę destylowaną do płukania oraz dość dużą szalkę Petriego, każdy dołek jest ponumerowany roboczym numerem okazu, na okazie pod szpilką karteczka z tym samym numerem
- do probówki wlewam ok. 2cm3 15% KOH i wrzucam tam odłamany odwłok - najlepiej odwłoki wrzucić wcześniej i tuż przed gotowaniem dolać KOH, zatkać kawałkiem waty i wetknąć etykietkę z numerem okazu
- zagotowuję wodę w zwykłym garnku w takiej ilości, żeby postawiony w garnku stojak zakrywało do połowy i jednocześnie woda była powyżej poziomu wodorotlenku
- ustawiam garnek na małym palniku i tak ustawiam gaz, żeby woda była na granicy zagotowania
- trzymam w niemal gotującej wodzie 4 minuty (mówimy o mikrach typu Coleophoridae i podobnej wielkości)
- wyjmuję stojak i od razu po kolei wylewam zawartość probówki do szalki, pęsetą przenoszę odwłok do płukania i tak po kolei dla wszystkich - zwykle jednorazowo gotuję 12 okazów więc te 12 dołków mi pasuje
- zostawiam na godzinkę żeby się wypłukały wstępnie, potem przenoszę do kolejnych "dołków" z wodą na drugie płukanie
- w tym czasie gotuję kolejną porcję itp.
- w drugim płukaniu odwłoki mogą pozostać tyle ile potrzeba, żeby po kolei przeprowadzać kolejne etapy - zazwyczaj robię to tego samego dnia
4. Dalszy etap to - w małych eppendorfach z silikonowym korkiem daję glicerynę i wrzucam tam wypłukany odwłok, umieszczam na szpilce i podpinam numer okazu z probówki - tak zabezpieczone mogą leżeć tygodniami aż znajdziesz czas, żeby je "obrobić"
5. Preparatyka
- na szkiełko z łezką albo zwykłe naklejam etykietkę samoprzylepną z numerem okazu, daję trochę gliceryny i zanurzam wyjęty z eppendorfa odwłok - z doświadczenia podpowiem, że okaz po mniej więcej tygodniu leżenia w glicerynie preparuje się lepiej niż świeży
- za pomocą pędzelków - ważne, żeby były z włosia naturalnego, syntetyczne się zbyt elektryzują - koniecznie numer 000 - oczyszczam odwłok z łusek, powoli bez pośpiechu, jeśli łusek jest zbyt dużo, daję glicerynę obok, przenoszę odwłok a tę "brudną" odsączam bibułą
- po oczyszczeniu odwłoka z łusek, jeśli to samica to teraz wstępnie barwię, żeby widzieć gdzie jest przewód torebki i torebka - używam roztworu czerni chlorazolowej w glicerynie - jest sztuczka z uzyskaniem takiego roztworu ale to już później opiszę
- u samców jest łatwiej, u samic najlepiej rozciąć oskórek bo często wyciągając można przerwać przewód torebki kopulacyjnej - rozcinam za pomocą skalpela okulistycznego (najmniejszy rozmiar) - trudno osiągalny sprzęt ale jedyny nadający się, zwykłe skalpele są do niczego, nawet nie próbuj używać, można też sklepać szpilkę i za pomocą drobnego papieru ściernego naostrzyć ją, można sklepać igłę od strzykawki i ciąć brzegiem...
- oddzielanie genitaliów wymaga już wprawy oraz wiedzy gdzie i jak ciągnąć, żeby nie porozrywać, warto obejrzeć zdjęcia preparatów w literaturze
- następnie oczyszczam z różnych "śmieci", błon, resztek i ponownie barwię do poziomu, który uznaję za satysfakcjonujący - tu też jest kilka sztuczek, żeby nie przebarwić ale doświadczenie jest też potrzebne
- jeśli trzeba oddzielić edeagus - to teraz to robię - to też manualnie dość trudne
- i na koniec - jeśli przechowujesz genitalia w glicerynie - to do kapsułki, etykietowanie i na szpilkę, jeśli preparat trwały to znów długa procedura i kilkanaście różnych sztuczek, pozwalających na zrobienie tego przyzwoicie

Pomimo długiego opisu (żeby to dokładnie opisać potrzeba kilkudziesięciu stron) nie jest to zbyt skomplikowane jeśli się ma odczynniki, przyzwoity binokular, odpowiednie narzędzia i ręce się zbytnio nie trzęsą. Literatura w metodyce prawie nigdy nie opisuje preparatyki dokładniej same ogólniki - więc ci, którzy chcą rozpocząć mają problem.

[Marek Wanat]

Jestem pełen podziwu Grzegorzu dla tak dopracowanych technik. Jako chrząszczarz mam zadanie niby o wiele łatwiejsze, bo generalnie dużo więcej tej sztywności i sklerotyny u chrząszczy jest w genitaliach, choć czasami to się okazuje tylko pozornie łatwiejsze i z reguły niespecjalnie dotyczy samic. Nigdy w życiu nie preparowałem odwłoka motyla, ale chciałbym zwrócić uwagę na jedna dość uniwersalną kwestię.

- po oczyszczeniu odwłoka z łusek, jeśli to samica to teraz wstępnie barwię, żeby widzieć gdzie jest przewód torebki i torebka - używam roztworu czerni chlorazolowej w glicerynie - jest sztuczka z uzyskaniem takiego roztworu ale to już później opiszę.

Opisem tej "sztuczki" jestem Grzegorzu wielce zainteresowany, bo chlorazolu w glicerynie używam standardowo od lat i mam własne obserwacje i "patenty". Natomiast uwaga zasadnicza do Macieja jest taka, że bez zastosowania chlorazolu w swoich preparacjach, wielu postępów nie zrobi, bo pozostanie ślepcem. Chlorazol (piszę skrótowo - chodzi oczywiście o czerń chlorazolową - chlorazol black) jest po to, by wybarwić na niebiesko błony chitynowe łączące brązowe elementy zesklerotyzowane, które się chlorazolem nie wybarwiają. Dopiero mając te błony wybarwione widzimy, jak to jest wszystko ze sobą połączone (bo jest - tak u chrząszczy, jak i motyli to jest jeden pofałdowany worek, czyli komora genitalna, w którego błoniastą ścianę wmontowane są, przynajmniej jakimś swoim końcem, wszystkie zesklerotyzowane terminalia) i w którym miejscu trzeba pociągnąć albo przeciąć, by oddzielić właściwe elementy diagnozowane w opisach i kluczach. [próbowałem edytować (podzielić) cytację, i tak dziwnie wyszło, więc to co boldem, to moje - MW]


[- następnie oczyszczam z różnych "śmieci", błon, resztek i ponownie barwię do poziomu, który uznaję za satysfakcjonujący - tu też jest kilka sztuczek, żeby nie przebarwić ale doświadczenie jest też potrzebne

I tego do końca nie rozumiem, bo skoro oczyszczasz preparat m.in. z błon, to co właściwie barwisz chlorazolem Grzegorzu za drugim razem? I jak kontrolujesz na bieżąco stopień wybarwienia? Przy mojej metodzie, to jest niewyobrażalne. Chlorazol nie barwi nic innego niż czystą chitynę, więc chyba chodzi tylko o mocniejsze podbarwienie błoniastych struktur diagnostycznych, takich jak torebka kopulacyjna (?), które zresztą trzeba umieć rozpoznać, by nie wyrzucić w ramach czyszczenia. I po co tracić czas na barwienie preparatu na dwa razy też nie rozumiem, skoro zwykle tego czasu nam brakuje, a preparatów mamy wiele. Stopień absorbcji chlorazolu przez błonę zależy od stężenia chlorazolu, czasu barwienia i grubości błony chitynowej, a na dodatek nadmiar chlorazolu można w znacznym stopniu odpłukać w wodzie destylowanej. I dopiero wtedy widzimy, jak nam się ostatecznie wybarwił preparat. To faktycznie wymaga praktyki i doświadczenia, ale trudno mi sobie wyobrazić jakiś standardowy "przepis kucharski" na to, zwłaszcza w odniesieniu do czasu trwania.

Tak przy okazji, interesuje mnie też jedna kwestia dotycząca słabego stopnia zesklerotyzowania struktur genitalnych u samic, istotna u wielu chrząszczy, a więc chyba tym bardziej u motyli. Jakoś trudno mi sobie wyobrazić, by u motyli nie było problemu zapadania się różnych błoniastych struktur po przeniesieniu z wody do gliceryny pod wpływem różnicy ciśnienia osmotycznego i niemożności zachowania naturalnego ich kształtu? U swoich chrząszczy mam z tym częsty problem i nauczyłem się fotografować spermatekę i bursę (jeśli się napięła) jeszcze z wody, przed przeniesieniem do gliceryny, gdzie może się "zeskwarczyć". To samo dotyczy endophallusów samców, jeśli czasami udało się uzyskać ich "negatywne" nadmuchanie po przeniesieniu z KOH do wody destylowanej (też na zasadzie różnicy osmotycznej). Niestety te zapadnięcia osmotyczne, są często nieodwracalne, albo odwracalne po paru dniach, na co nikt nie ma czasu przy dziesiątkach preparatów..

[adam k.]

Suche i przydługie opisy procedur inaczej przemawiają, niż obejrzenie tego na żywo. Przyda się inny punkt widzenia https://tiny.pl/rlz8h

[Grzegorz Banasiak]

Marku, doprecyzowuję:
- chlorazol (w skrócie) bardzo źle rozpuszcza się w glicerynie, często potrzeba wielu tygodni, żeby uzyskać jako taki roztwór. Żeby zrobić to szybko rozpuszczam kilka kryształków w alkoholu etylowym i dopiero mieszam z gliceryną. Diabeł tkwi w szczegółach - proporcje alkoholu i gliceryny są istotne. Alkoholowy roztwór chlorazolu bardzo szybko barwi gdyż ma niewielką gęstość sprawnie "penetruje" barwiony element. Gliceryna jest dużo gęstsza i ze względu na znane zjawisko wyrównywania stężeń nie wnika do preparatu tylko "wciąga" zawartą w nim wodę - to powoduje niekorzystne zapadanie struktur. Dlatego najlepiej parę dni trzymać preparat w glicerynie i dopiero barwić - wtedy ogranicza się to zapadanie. Przewód torebki kopulacyjnej czy sama torebka przy braku uwagi zrobią się wtedy błoniastym "pokurczem"
- jak barwić przed wyjęciem genitaliów: - jedna część odwłoka w miejscu odłamania jest otwarta, samcze genitalnia też w zasadzie są otwarte po rozchyleniu walw, w przypadku samic lekko nadrywam oskórek poniżej sterygmy, żebyumożliwić penetrację roztworu barwiącego, daję na szkiełko kroplę roztworu czerni, wkładam odwłok i obserwuję pod binokularem, w ciągu minuty lub dwóch zabarwienie osiąga taki poziom, że przewód i torebka są widoczne, wtedy płuczę w wodzie i wkładam do gliceryny żeby oddzielić genitalia od oskórka. Ponieważ w przypadku niektórych rodzin oskórek odwłoka jest umieszczany wraz z genitaliami na szkiełku trzeba ostrożnie z nim postępować, rozciąć wzdłuż i dobarwić jeśli jest taka potrzeba
- czyszczanie z "błon" i resztek: wyciągając genitalia z odwłoka często wyciąga się całą jego zawartość, to właśnie te resztki, niepotrzebne kawałki oskórka, jakieś łuski itp. to właśnie to oczym pisałem

Dla wygodnego używania stosuję plastikowe buteleczki z zakrętką i cienkim dozownikiem (załączam zdjęcie). Każda buteleczka ma naklejkę z opisem ponieważ na bieżąco używam kilkunastu z różnymi roztworami i stężeniami alkoholu. Czerwone oznaczenia są dla substancji szkodliwych, żeby łatwo je można było zlokalizować! Zdecydowanie zalecam dokładne opisywanie wszystkiego, żeby nie zrobić sobie lub innym krzywdy.

Stężenie czerni w roztworze trudno określić procentowo. Ja stosuję roztwór lekko przejrzysty i barwię wolniej ale w pełni kontroluję ten proces pod mikroskopem. Niektórzy robią bardzo ciemne roztwory i wrzucają preparat na kilka sekund, wyciągają i patrzą co z tego wyszło, ewentualnie powtarzają do skutku - w takich przypadkach bardzo łatwo zabarwić zbyt mocno i wtedy jest kłopot. Kończy mi się właśnie roztwór i będę robił kolejny, spróbuję zapisać całą procedurę i podzielić się informacjami na forum.
O ile dla samego oznaczania barwienie ma pomocnicze znaczenie o tyle dla preparatów które w przyszłości mają być fotografowane jest to bardzo istotne. Nigdy nie wiadomo co może być potrzebne w przyszłości więc lepiej zawsze zakładać, że preparaty będą fotografowane.

Załączam zdjęcia stojaków do gotowania, których używam - jeden ze stali kwasoodpornej "selfmade", drugi kupiony w internecie plastikowy autoklawowalny - wygodny bo ma rączki do wyjmowania czego nie można powiedzieć o metalowym - ten jak się nagrzeje to bez dodatkowych narzędzi się go nie wyjmie z wrzątku. Płytka do płukania 12-dołkowa - też do kupienia w sieci za kilka złotych i na koniec kilka buteleczek z cienkim zakraplaczem - dawno temu kupiłem kilkadziesiąc na Allegro 10 sztuk chyba za 6 złotych. Warto mieć też tryskawkę na wodę destylowaną, bardzo wygodna rzecz.

[Grzegorz Banasiak]

Suche i przydługie opisy procedur inaczej przemawiają, niż obejrzenie tego na żywo. Przyda się inny punkt widzenia  :arrow: https://tiny.pl/rlz8h

Zgadza się. Ja miałem to szczęście, że kilkanaście lat temu nauczył mnie tego prof. Buszko i dzięki temu nie odkrywałem Ameryki samodzielnie. To popchnęło moją zdolność oznaczania kilka lat do przodu w jeden dzień! Dlatego ja też nauczyłem kilka osób jak to robić i mam nadzieję, że moje uwagi będą przydatne dla kolejnych.

[adam k.]

Grzegorzu mam do Ciebie pytanie związane ze szkiełkami nakrywkowymi. Podejrzałem na zdjęciach, że stosujesz okrągłe, tak jak wielu. Ciekawi mnie gdzie zamawiasz i w jakiej cenie? Czy kupujesz np. większe pakiety po 500 sztuk ?

Stojak nierdzewny, do gotowania mam podobny jak Twój, wstawiany do krystalizatora. Jest prawie zawsze "obrośnięty" kamieniem kotłowym, dwa razy na rok odkamieniam w wodnym roztworze kwaśnym (kwasek cytrynowy). Widzę różnicę, średnica probówek i ich długość, moje są z pewnością krótsze - 13x45, 16x45. Oryginalne szklane probówki skracam na tarczy diamentowej do przecinania. Płytsza probówka jest poręczniejsza do wyciągnięcia wygotowanego aparatu (wyciągam nie wylewam), a pojemność wystarczająca do jednorazowej maceracji.

Roztwór barwiący, moim zdaniem jest bardzo osobistym podejściem do procesu barwienia, jego procentowe proporcje powinien wypracować sobie sam użytkownik (w pewnych granicach).
Mam trzy roztwory: czerń chlorazolowa - chlorazol black, sama fuksyna, fuksyns + oranż G. Najczęściej sięgam po pierwszą, teraz nawet nie jestem w stanie napisać proporcji, było to dość dawno. Zawiera barwnik krystaliczny, rozpuszczony w spirytusie i pewną część gliceryny lub glikolu. Intensywność zabarwienia osiągam w zależności - czas / ilość roztworu barwiącego dodanego do mokrego aparatu.

[Grzegorz Banasiak]

Grzegorzu mam do Ciebie pytanie związane ze szkiełkami nakrywkowymi. Podejrzałem na zdjęciach, że stosujesz okrągłe, tak jak wielu. Ciekawi mnie gdzie zamawiasz i w jakiej cenie? Czy kupujesz np. większe pakiety po 500 sztuk ?

Stojak nierdzewny, do gotowania mam podobny jak Twój, wstawiany do krystalizatora.  Jest prawie zawsze "obrośnięty" kamieniem kotłowym, dwa razy na rok odkamieniam w wodnym roztworze kwaśnym (kwasek cytrynowy). Widzę różnicę, średnica probówek i ich długość, moje są z pewnością krótsze - 13x45,  16x45. Oryginalne szklane probówki skracam na tarczy diamentowej do przecinania. Płytsza probówka jest poręczniejsza do wyciągnięcia wygotowanego aparatu (wyciągam nie wylewam), a pojemność wystarczająca do jednorazowej maceracji.

Roztwór barwiący, moim zdaniem jest bardzo osobistym podejściem do procesu barwienia, jego procentowe proporcje powinien wypracować sobie sam użytkownik (w pewnych granicach).
Mam trzy roztwory:  czerń chlorazolowa - chlorazol black, sama fuksyna, fuksyns + oranż G. Najczęściej sięgam po pierwszą, teraz nawet nie jestem w stanie napisać proporcji, było to dość dawno. Zawiera barwnik krystaliczny, rozpuszczony w spirytusie i pewną część gliceryny lub glikolu. Intensywność zabarwienia osiągam w zależności - czas / ilość roztworu barwiącego dodanego do mokrego aparatu.

Szkiełka nakrywkowe - rzeczywiście używam okrągłych ponieważ udało mi się tanio kupić kilka tysięcy. W większości są to szkiełka o średnicy 12mm ale mam parę pudełek mniejszych - 10mm. Szkiełka kupiłem średnio po ok. 5-6 zł./100szt. Żeby mieć taką cenę trzeba kupić naprawdę dużo na alibaba lub aliexpress - zrobiliśmy składane zamówienie w kilka osób. Normalnie małe ilości kupuje się w Chinach za 12-14 zł. (przy 1000szt.) u nas 30-50 zł. za 100 szt.
Używanie szkiełek dopasowanych do wielkości preparatów oszczędza euparal. Wcześniej używałem kwadratowych 14x14mm albo ciąłem na cztery szkiełka 22x22mm. Potrzeba matką wynalazków

Płytsze probówki nie są dobre, przypadkowe zagotowanie KOH może być bardzo przykre, dlatego stosuję dłuższe, moje mają 85mm długości i średnicę zewnętrzną 12mm. Zawsze zatykam je zwitkiem waty, nawet gdyby KOH się zagotował (chociaż jeszcze mi się to nie zdarzyło) to odwłok nie zginie!
Stosowanie glikolu jest nierozsądne, jest toksyczny. Wyrzuć go czym prędzej, używaj taniej i bezpiecznej gliceryny. Nie wiem skąd ten pomysł ?!
Jakiś czas testowałem oranż G, sprawdza się tylko przy zbyt zmacerowanych preparatach, barwi je nomotonnie, płasko. Prowadziłem swego czasu dość intensywną korespondencję z J-F. Landrym, który stosuje ten barwnik rozpuszczony w kwasie mlekowym, nie jest to powszechna technika i jakoś nie mam do niej przekonania. Poza tym barwnik ten po jakimś czasie wypłukuje się i preparaty się odbarwiają. Do tego kiepsko nadają się do fotografowania. W kwestiach determinacyjnych może to jednak wystarczyć więc zupełnie tej techniki nie skreślam. W Poradniku Mikrolepidopterologa na stronie 49 są zdjęcia moich preparatów barwionych róznymi technikami - ten żółty pośrodku jest z oranżu G - oceń sam.

Wykonywanie preparatów to wielka frajda (jak się wszystko udaje ) warto się tego nauczyć zwłaszcza przy badaniu Microlepidoptera.

[Grzegorz Banasiak]

Właśnie ugotowałem kolejne 12 sztuk i zrobiłem kilka fotek.
Odłamane odwłoki wrzucam do pustych probówek, wkraplam dosłownie jedną kroplę alkoholu etylowego i dolewam KOH, zatykam zwitkiem waty i dodaję etykietkę z numerem roboczym, tę samą podpinam pod okaz z którego odłamałem odwłok.
Po ugotowaniu opisanym wcześniej, stojak umieszczam w prostokątnym naczyniu i od razu zaczynam wylewać po kolei na szalkę petriego i umieszczać w płytce do płukania.
Wszystko widać na zdjęciach. Dzisiaj już nie będę ich obrabiał więc będą się płukać do jutra.

[adam k.]

Szkiełka 22x22 dzieliłem na cztery, ale to nie metoda idealna. Potrzebne jest mycie suszenie i ostre krawędzie w tym przeszkadzają. Okrągłe dobrze i lepiej odprowadzają powietrze.
Roztwór wodorotlenku potasowego, lub sodowego nie zagotuje się na "łaźni" (różnica gęstości i temperatury wrzenia) ,jest taka możliwość, ale po wyparowaniu, wygotowaniu wody w krystalizatorze, lub przykryciu naczynia!!.

Piszę: gliceryny lub glikolu, ale jakiego? Glikol etylenowy - zgoda, że jest toksyczny, ale są inne glikole np. glikol propylenowy.

[Grzegorz Banasiak]

Szkiełka 22x22 dzieliłem na cztery, ale to nie metoda idealna. Potrzebne jest mycie suszenie i ostre krawędzie w tym przeszkadzają. Okrągłe dobrze i lepiej odprowadzają  powietrze.
Roztwór wodorotlenku potasowego, lub sodowego nie zagotuje się na "łaźni" (różnica gęstości i temperatury wrzenia) ,jest taka możliwość, ale po wyparowaniu, wygotowaniu wody w krystalizatorze, lub przykryciu naczynia!!.

Piszę: gliceryny lub glikolu, ale jakiego? Glikol etylenowy - zgoda, że jest toksyczny, ale są inne glikole np. glikol propylenowy.

Nigdy nie miałem problemu z brudnymi szkiełkami, poza tym unikam trzymania szkiełek inaczej niż za "kanty" lub pęsetą, dotknięte palcem w zasadzie wyrzucam, ewentualnie zanurzam w alkoholu i przecieram.

Nie napisałeś jakiego glikolu używasz więc przezornie napisałem. Czytają to młodzi ludzie, którzy mogą sobie lub rodzinie zrobić krzywdę jeśli nie mają wystarczającej wiedzy. Teraz wszystko łatwo kupić w sieci, glikol etylenowy również. Jaki by to nie był glikol to w preparatyce genitalnej motyli się go nie używa.

50% roztwór KOH wrze w ok. 130C, słaby 10% w niewiele ponad 100C więc szansa na zagotowanie jest jeśli przesadzisz z temperaturą. Ja opisywałem swoją technikę a nie "łaźnie" i krystalizatory z wodą których Ty używasz. Zawsze można użyć kuchenki z regulowaną temperaturą i nie ryzykować. Zatykanie zwitkiem waty ma dodatkowo tę zaletę, że jeśli coś się przewróci, upadnie to preparat dalej pozostanie w probówce. Gotuję zbyt dużo, żeby ryzykować tego typu sytuacje, często rzadkie gatunki. Oczywiście każdy może wypracować własne metody i podejmować rozmaite ryzyka, każda technika jest dobra jeśli wyeliminuje się ryzyko uszkodzenia czy pomylenia czegokolwiek a w efekcie uzyska się czytelny i nieuszkodzony oraz kompletny preparat.

[Oskar]

Powyższe porady stosuje się tez przy preparowaniu narządów rozrodczych chrząszczy? Chciałbym się nauczyć je preparować.

[Grzegorz Banasiak]

Powyższe porady stosuje się tez przy preparowaniu narządów rozrodczych chrząszczy? Chciałbym się nauczyć je preparować.

Niestety dotyczą one tylko preparowania narządów genitalnych małych motyli. Być może ktoś zajmujący się chrząszczami zechce opisać metodykę ?!

[adam k.]

Szkiełka 22x22 dzieliłem na cztery, ale to nie metoda idealna. Potrzebne jest mycie suszenie i ostre krawędzie w tym przeszkadzają. Okrągłe dobrze i lepiej odprowadzają  powietrze.
Roztwór wodorotlenku potasowego, lub sodowego nie zagotuje się na "łaźni" (różnica gęstości i temperatury wrzenia) ,jest taka możliwość, ale po wyparowaniu, wygotowaniu wody w krystalizatorze, lub przykryciu naczynia!!.

Piszę: gliceryny lub glikolu, ale jakiego? Glikol etylenowy - zgoda, że jest toksyczny, ale są inne glikole np. glikol propylenowy.

Nigdy nie miałem problemu z brudnymi szkiełkami, poza tym unikam trzymania szkiełek inaczej niż za "kanty" lub pęsetą, dotknięte palcem w zasadzie wyrzucam, ewentualnie zanurzam w alkoholu i przecieram.

Nie napisałeś jakiego glikolu używasz więc przezornie napisałem. Czytają to młodzi ludzie, którzy mogą sobie lub rodzinie zrobić krzywdę jeśli nie mają wystarczającej wiedzy. Teraz wszystko łatwo kupić w sieci, glikol etylenowy również. Jaki by to nie był glikol to w preparatyce genitalnej motyli się go nie używa.

50% roztwór KOH wrze w ok. 130C, słaby 10% w niewiele ponad 100C więc szansa na zagotowanie jest jeśli przesadzisz z temperaturą. Ja opisywałem swoją technikę a nie "łaźnie" i krystalizatory z wodą których Ty używasz. Zawsze można użyć kuchenki z regulowaną temperaturą i nie ryzykować. Zatykanie zwitkiem waty ma dodatkowo tę zaletę, że jeśli coś się przewróci, upadnie to preparat dalej pozostanie w probówce. Gotuję zbyt dużo, żeby ryzykować tego typu sytuacje, często rzadkie gatunki. Oczywiście każdy może wypracować własne metody i podejmować rozmaite ryzyka, każda

technika jest dobra jeśli wyeliminuje się ryzyko uszkodzenia czy pomylenia czegokolwiek a w efekcie uzyska się czytelny i nieuszkodzony oraz kompletny preparat.

Piszesz jak powinno się trzymać szkiełka - to jest dla mnie oczywiste, a również dla ludzi nawet z minimalnym doświadczeniem. Każdorazowo kończąc proces szkiełkiem nakrywkowym, przecieram je spirytusem, a następnie na sucho. Na forum temat był szeroko opisywany, również filmik pokazuje tą czynność.
Pominę j.w. zasadę, że w preparatyce glikoli się nie używa. Jeżeli jest to jedną z Twoich zasad, to o czym teraz piszemy i tracimy czas. Każdy preparujący ma swoje metody i w tym wątku poproszony przez autora, je przedstawia . Metody, zasady i tradycje - opracowane przez jeden niepodważalny autorytet - Twoim zdaniem, należy bezwzględnie stosować. Gdzie jest miejsce na naukę, pomysłowość, gdyby Ludzkość nie dążyła do zmian, eksperymentowania i wolnej myśli , nadal tkwiłaby w ciemnych wiekach. Nie staram się nikogo pouczać, a zaledwie podpowiadać i przedstawiać swój warsztat.

Mam nadzieję, że opisujemy tutaj własne spostrzeżenia i podpatrzone, podsłuchane od innych, testowane przez wiele lat praktyki. Reszta należy do czytelnika!

Gdy kupujesz produkt chemiczny bierzesz na siebie odpowiedzialność. Materiały chemiczne posiadają etykiety specyfikacyjne i zagrożeń. Wszędzie, na całym Świecie. Jest również grupa objętych specjalnymi obostrzeniami.

Na marginesie dodam, np. w przemyśle praca ludzi z materiałami niebezpiecznymi, bywa poprzedzona podpisaniem przeszkolenia BHP. Na tym procedury się kończą. Gdy dochodzi do wypadku, to i tak wina leży po stronie pracownika.
W najlepszym razie, nie zostanie on ukarany finansowo, ze względu na poniesione straty, takie jak, doznany ból itp.

[Grzegorz Banasiak]

Adam, ja opisuję jak ja to robię, ty wchodzisz z jakimiś swoimi metodami i przekonujesz o doświadczeniu, stosujesz jakieś "przytyki" o jedynie słusznych metodach, autorytetach itp.
Napisz o tym swój nowy wątek i pokaż jak to się powinno robić, żaden problem - a jeśli nie chcesz to polemizuj na argumenty, co jest źle i jak robić prawidłowo. A tak rozpoczynasz klasyczne forumowe "piekiełko" zniechęcające do czytania przez warstwy nic nie wnoszących do tematu uwag i przemyśleń... z winami pracowniczymi włącznie.

[adam k.]

No... teraz nasłuchałem się, jak w szkole. W krótkich słowach i będę kończył.
Musisz mieć zawsze rację, przyczyną jest Twój długoletni staż. Myślisz, że inni go nie posiadają? Czuję się jak uczniak.
Mam nadzieję, że źle zrozumieliśmy swoje intencje. Myśli pisane nie wyrażają w pełni tego, o czym myślimy i z tej przyczyny dochodzi do nieporozumień.
Jeżeli poczułeś się urażony, pierwszy wyciągam prawicę - nie miałem złych intencji. Namawiam Cię do tego samego.

[Grzegorz Banasiak]

Cieszę się, spoko. Wzajemnie.
Warto się dzielić doświadczeniami. Nie miałem złych intencji.

[adam k.]

Ciśnienie unormowało się i wszystko gra .

[Grzegorz Banasiak]

Ciśnienie unormowało się i wszystko gra .

Właśnie trafiłem do szpitala i leżę na SORze podłączony do aparatury. Ciśnienie ok... Ale forum nie było przyczyną więc spoko.

[adam k.]

Wracaj do zdrowia - idzie wiosna i czas na łowy. Trzymaj się.

[adam k.]

Maćku, długo szukałem tej strony, ale wreszcie odnalazłem. Wejdź w instrukcje dotyczące preparowania obu płci (sekcji) https://tiny.pl/r47jh
Jest jeszcze inaczej ujęty temat preparatyki, a oprócz tego: literatura do cytowań, w razie pisania pracy i linki do sklepów ent.

[Łukasz Solecki]

Czytam tę dyskusję i nasuwają mi się pewne spostrzeżenia. Oczywiści z góry poinformuję, że jako początkujący "preparator" nie mam takiego doświadczenia jak Wy, z Waszej dyskusji staram się wyciągać wnioski, żadnych Waszych doświadczeń i praktyk nie neguję a z drugiej strony skoro to Maciej próbuje się czegoś nauczyć to może poczyta też osobę, która ma za sobą raptem kilkaset preparatów.

Ale do brzegu... Preparować genitalia uczyłem się u Łukasza Przybyłowicza (dziękuję!!! ). Pierwsza styczność z takim małym elementem pod binokularem była nie tyle szokiem co raczej zdumieniem, jak można "topornymi" palcami operować na obiektach mniejszych np niż 1 mm. Każdy ruch był za duży, za gwałtowny, zbyt mocny. Praktyka przyszła z czasem, delikatność również, każdy kolejny preparat wyglądał lepiej i lepiej. Oczywiście uczyłem się "gotować" na gorąco. Miało to swoje plusy i minusy. Rozważałem również, podpatrując Marka Hołowińskiego umieszczanie preparatów na kartoniku pod badanym okazem ze względu na "praktyczność" takiego rozwiązania.
Ostatecznie "gotuję" na zimno, za to preparaty stałe wykonuję jak najbardziej na szkiełkach podstawowych. A teraz dlaczego:
- po pierwsze, kiedy się pracuje zawodowo nie zawsze jest tyle czasu ile by się chciało na naszą pasję;
- po drugie, "gotowanie" na zimno pozwala mi na wieczorne wrzucenie odwłoków do roztworu i zajęcie się nimi dnia następnego po pracy.
- po trzecie, kiedy coś wypadnie w trakcie gotowania na gorąco to rozgotuję i uszkodzę genitalia, z macerowaniem "na zimno" nie ma takiego problemu.

Narzędzia jakich używam są najprostsze z możliwych. A więc szpilki najmniejszych rozmiarów a do najmniejszych preparatów osadzone w drewienkach minucje. Proste i zagięte, pozwalające przytrzymać preparat, np wyciągnąć aedeagus lub rozłożyć walwy. Do przecinania używam igły insulinówki.

A teraz trochę o technice. Odwłoki jak napisałem wcześniej maceruję na zimno. Wrzucam do opisanych próbówek do roztworu 8% NaOH (przydaje się waga jubilerska, koszt maks 20 zł) w temperaturze pokojowej na prawie 24 godziny. Takie stężenie nie pozwala na rozgotowanie preparatu i nawet 5-8 godzin spóźnienia nie robi większej różnicy. Kolejnego dnia preparaty wyjmuję kolejno, płuczę najpierw w wodzie destylowanej, żeby wypłukać resztę wodorotlenku z odwłoka a następnie umieszczam w kropli bezwodnej gliceryny. Tu następuje wstępne obrobienie. I teraz mam pytanie.
Zanim zabiorę się za dany gatunek zaznajamiam się z różnicami wynikającymi z budowy międzygatunkowej dla poszczególnych gatunków. Odwłok zwyczajnie nacinam z boku, wyjmuję genitalia i w zależności od tego czy to samiec czy samica postępuję z nim dalej. Ale czemu ma służyć ta cała zabawa z odwłokiem, pozbawianiem go łusek itd? Nie ukrywam, że Łukasz Przybyłowicz oczywiście nakazywał tak postępować ale czy są jakieś szkoły, które mówią, że właśnie tak ma być skoro np w przypadku dajmy na to Leptidea sp. sam widok odwłoka niczego nie wnosi dla determinacji? Osobiście, jeśli nie jest to np Eupithecia sp. i nie potrzebuję wyizolowywać 8 sternitu czy czegoś innego z odwłoka to przestaję się nim "bawić", bo wg mnie szkoda na to czasu. Ale jeśli się mylę, to proszę mnie poprawcie i napiszcie, dlaczego tak a nie inaczej.

Jedziemy dalej... W glicerynie wstępnie oczyszczam preparat a następnie ląduje on w alkoholu gdzie główką od szpilki 000 osadzonej w patyczku "brutalnie" go ugniatam, masuję i jakkolwiek to nazwać oczyszczam. Po minucie takiej zabawy genitalia są miękkie, czyste i gotowe do barwienia. Stosuję alkoholowy roztwór czerni chlorazolowej. Nie mam dostępu do innych form barwienia aczkolwiek chętnie bym spróbował czegoś nowego (Koledzy pomóżcie ).
Na szkiełku podstawowym, już w kropli alkoholu preparat delikatnie barwię, bardzo rozrzedzonym roztworem czerni aż do uzyskania właściwego efektu, który kontroluję bezpośrednio pod mikroskopem. Proces barwienia przerywam dodatkową kroplą alkoholu. Następnie preparat trafia na kolejną kropelkę alkoholu na tym samym szkiełku gdzie zostaje potraktowany kroplą esencji euparalu. Tak przygotowane genitalia trafiają na kropelkę euparalu medium na docelowym już szkiełku podstawowym (baaaardzo przydaje się szablon) a potem do pudełka (na płasko), gdzie odparowują przez 24-48 godzin wstępnie osadzając genitalia na właściwym miejscu.
Przykryciem szkiełkiem nakrywkowym (tu też przydaje się szablon dla różnych rozmiarów szkiełek) zajmuję się w innym, dogodnym terminie, nie później jednak niż 3-4 dni po umieszczeniu preparatu na kropli euparalu.
Opisanie preparatów na szkiełkach podstawowych następuje dopiero po zgrubnym odparowaniu euparalu, a więc około miesiąca od przykrycia szkiełkiem nakrywkowym.
Następnie na koniec dnia, jeśli kolejnego również mam czas preparować przygotowuję kolejną porcję 10 sztuk odwłoków do maceracji.
Tym sposobem wykonuję 10 preparatów dziennie. Tak sobie założyłem. Poświęcam na całość coś około 1,5 godziny dziennie i przy moich potrzebach w zupełności to wystarcza.
Chętnie spróbowałbym zabawy z okrągłymi szkiełkami nakrywkowymi ze względu na oszczędność euparalu jednak nie mam do nich dostępu a w sprzedaży detalicznej są zbyt drogie. Używam najmniejszych 16x16 i jak na razie dają radę. Jeśli ktoś z Was zamawiałby dla siebie, chętnie podepnę się pod zamówienie.

Mam nadzieję, że nie zniechęciłem Macieja do preparowania. Moja metoda może nie jest doskonała, jednak się sprawdza, preparaty wychodzą ładne, czytelne i pozwalające na bezproblemową determinację. Praktyka pozwoliła na to, że strach przed tą techniką determinacji minął i pracuje się z przyjemnością. Nie przejmuj się brakiem np pęsety z czubkiem 0,1 mm za 250 zł!!! czy mikronożyczek chirurgicznych. Jak pokazał Marek Hołowiński wszystko na tym etapie da się osiągnąć prostymi narzędziami domowej produkcji. A jeśli z czasem zechcesz udoskonalić warsztat, to już tylko od Twoich zachcianek zależeć będzie czy zakupisz sobie to czy tamto. Na początek najważniejsze żebyś się nie zrażał. Ćwicz, zniszcz trenując kilka/kilkanaście preparatów pospolitych gatunków. Tylko na dobre Ci to wyjdzie. Równaj do najlepszych ale tylko zakresie swoich potrzeb i możliwości.
Postaram się wrzucić zdjęcia narzędzi, warsztatu itp. A jeśli Maciej ma jakieś pytania to chętnie odpowiem. A Kolegów zachęcam do dalszej dyskusji i odpowiedzi na pytania. To mnie również pozwoli podszlifować warsztat i może nauczyć się czegoś nowego.

Acha... gdyby ktoś chciał napisać, że mikra to jednak nie makra to odpowiem, że w tym wypadku rozmiar nie ma znaczenia... Technika czyni Miszcza

[Grzegorz Banasiak]

Łukaszu, tekst interesujący. Mam do niego parę uwag które opiszę wieczorem. Jestem już w domu, szpital już mnie nie chciał

[Łukasz Solecki]

Łukaszu, tekst interesujący. Mam do niego parę uwag które opiszę wieczorem. Jestem już w domu, szpital już mnie nie chciał  :laugh:

I baaaaaardzo dobrze, że Cię nie chciał!!! Oby tak częściej a Ty się do niego nie przyzwyczajaj Zdrówka!!!

[Maciej Sosnowski]

Po pierwsze: Wszystkim bardzo dziękuję za dużo odpowiedzi i szczegółowe opisy kolejnych działań, jakie należy podjąć przy preparacji. Nie spodziewałem się aż takiego odzewu, ale to pozytywne zaskoczenie. Mam dużo materiału do analizy i będę szukał optymalnych rozwiązań.

A teraz do Łukasza: Nie mam co prawda doświadczenia, ale w pracy „The Elachistidae (Lepidoptera) of Fennoscandia and Denmark” (Traugott-Olsen & Schmidt-Nielsen, 1977) wszystkie preparaty z kopulatorów samic pozostają nieoddzielone od odwłoka, zakładam, że ma to jakiś sens (niestety nie miałem jeszcze okazji wnikliwie zapoznać się z całą treścią tego dzieła, wię możliwe, że przeoczyłem fragment, w którym autorzy to wyjaśniają). Poza tym wydaje mi się, że warto oczyścić odwłok przed jego rozcięciem, choćby dlatego, żeby nie przeciąć przypadkiem przewodu torebki kopulacyjnej. Tak przynajmniej mi się wydaje, jeśli coś się nie zgadza proszę mnie poprawić. A co do zniechęcenia, to mnie zniechęcić się nie da i tyle. Mógłbym to zapewne robić stojąc na jednej nodze na łożu fakira, choć z pewnością komfortowe warunki by to nie były. Ale absolutnie nie ma się co martwić, że się zniechęcę. Nie ma na to szans.

[Łukasz Solecki]

Macieju. Nie jest to "moja" rodzina ale na szybko sprawdziłem na lepiforum.de ten gatunek: http://lepiforum.de/lepiwiki.pl?Elachista_Pullicomella Tu aparaty kopulacyjne są bez odwłoka i mniemam, że i w tym przypadku cechy charakterystyczne są na torebce kopulacyjnej a nie na odwłoku. Więc raczej to nie będzie jakaś specjalna grupa. Może ktoś to wyjaśni inaczej po kiego grzyba zajmuje mi miejsce na preparacie?
Co do oczyszczenia odwłoka przed jego rozcięciem, choćby dlatego, żeby nie przeciąć przypadkiem przewodu torebki kopulacyjnej... Uwierz mi, że odpowiednio macerowany odwłok i wstępne "wytrząśnięcie" go w próbówce z wodą po "gotowaniu" usuwa wystarczającą ilość łusek, że od razu wiesz czy to samiec, czy samica i jak dokładnie jest umiejscowiony aparat kopulacyjny w odwłoku. Więc rozcięcie jest kompletnie bezproblemowe.

[Grzegorz Banasiak]

Oczywiście uczyłem się "gotować" na gorąco. Miało to swoje plusy i minusy. Rozważałem również, podpatrując Marka Hołowińskiego umieszczanie preparatów na kartoniku pod badanym okazem ze względu na "praktyczność" takiego rozwiązania.
Ostatecznie "gotuję" na zimno, za to preparaty stałe wykonuję jak najbardziej na szkiełkach podstawowych. A teraz dlaczego:
- po pierwsze, kiedy się pracuje zawodowo nie zawsze jest tyle czasu ile by się chciało na naszą pasję;
- po drugie, "gotowanie" na zimno pozwala mi na wieczorne wrzucenie odwłoków do roztworu i zajęcie się nimi dnia następnego po pracy.
- po trzecie, kiedy coś wypadnie w trakcie gotowania na gorąco to rozgotuję i uszkodzę genitalia, z macerowaniem "na zimno" nie ma takiego problemu.

Gotowanie na gorąco jest właśnie dla nas pracujących. Odwłoki możesz przygotować wcześniej. Całość gotowania zajmuje kilka minut, no, może 10-15 maksymalnie. Oczywiście na zimno też jest ok, sam zresztą wcześniej tak robiłem. Jeśli ma się odpowiednie wyczucie czasu to każda metoda jest dobra. Niektórzy piszą, że wolne trawienie jest lepsze.

Narzędzia jakich używam są najprostsze z możliwych. A więc szpilki najmniejszych rozmiarów a do najmniejszych preparatów osadzone w drewienkach minucje. Proste i zagięte, pozwalające przytrzymać preparat, np wyciągnąć aedeagus lub rozłożyć walwy. Do przecinania używam igły insulinówki.

Narzędzia to najważniejsza rzecz, odpowiednie ich wyczucie zapewnia lepsze efekty. Ja używam igieł preparacyjnych w metalowych oprawkach (2x minucje 0,30 i 2x szpilki entomologiczne zaostrzone dodatkowo nr "1"). Do oczywszczania używam pędzelków "000" z naturalnego włosia.

...preparaty wyjmuję kolejno, płuczę najpierw w wodzie destylowanej, żeby wypłukać resztę wodorotlenku z odwłoka a następnie umieszczam w kropli bezwodnej gliceryny.

Tu moja uwaga: płukać trzeba trochę dłużej i zmienić wodę. Dlaczego ? Wypłukanie wodorotlenku z wnętrza odwłoka nie następuje szybko, nawet jeśli trochę go zostanie to preparat pozostawiony w glicerynie jest dalej powoli trawiony. Po kilku latach będzie niemal przezroczysty. Widziałem już takie, potem zostaje już tylko barwienie oranżem G w kwasie mlekowym.

Tu następuje wstępne obrobienie. I teraz mam pytanie.
Zanim zabiorę się za dany gatunek zaznajamiam się z różnicami wynikającymi z budowy międzygatunkowej dla poszczególnych gatunków. Odwłok zwyczajnie nacinam z boku, wyjmuję genitalia i w zależności od tego czy to samiec czy samica postępuję z nim dalej. Ale czemu ma służyć ta cała zabawa z odwłokiem, pozbawianiem go łusek itd? Nie ukrywam, że Łukasz Przybyłowicz oczywiście nakazywał tak postępować ale czy są jakieś szkoły, które mówią, że właśnie tak ma być skoro np w przypadku dajmy na to Leptidea sp. sam widok odwłoka niczego nie wnosi dla determinacji? Osobiście, jeśli nie jest to np Eupithecia sp. i nie potrzebuję wyizolowywać 8 sternitu czy czegoś innego z odwłoka to przestaję się nim "bawić", bo wg mnie szkoda na to czasu. Ale jeśli się mylę, to proszę mnie poprawcie i napiszcie, dlaczego tak a nie inaczej.

Niektóre rodziny mają na oskórku pola z kolcami i zesklerotyzowane fragmenty, które czasem pomagają w oznaczeniu np. Coleophoridae - dlatego oskórek powinien być dołączony do preparatu - nie musi być ale jest to wskazane.

Jedziemy dalej... W glicerynie wstępnie oczyszczam preparat a następnie ląduje on w alkoholu gdzie główką od szpilki 000 osadzonej w patyczku "brutalnie" go ugniatam, masuję i jakkolwiek to nazwać oczyszczam. Po minucie takiej zabawy genitalia są miękkie, czyste i gotowe do barwienia.

Zupełnie tego nie rozumiem ani czemu to ma służyć.

Stosuję alkoholowy roztwór czerni chlorazolowej. Nie mam dostępu do innych form barwienia aczkolwiek chętnie bym spróbował czegoś nowego (Koledzy pomóżcie ).

Alkoholowy roztwór czerni zbyt szybko paruje, dlatego używa się mieszaniny z gliceryną.

Następnie preparat trafia na kolejną kropelkę alkoholu na tym samym szkiełku gdzie zostaje potraktowany kroplą esencji euparalu. Tak przygotowane genitalia trafiają na kropelkę euparalu medium na docelowym już szkiełku podstawowym (baaaardzo przydaje się szablon) a potem do pudełka (na płasko), gdzie odparowują przez 24-48 godzin wstępnie osadzając genitalia na właściwym miejscu.
Przykryciem szkiełkiem nakrywkowym (tu też przydaje się szablon dla różnych rozmiarów szkiełek) zajmuję się w innym, dogodnym terminie, nie później jednak niż 3-4 dni po umieszczeniu preparatu na kropli euparalu.

Ja nakrywam praktycznie od razu szkiełkiem nakrywkowym lekko pozmarowanym pędzelkiem esencją euparalu. Nie wiem jaki masz euparal, mój po kilku godzinach już nie nadaje się do nakrywania (niemiecki producent). Preparaty suszę w drewnianym pudełki z wsuwanymi tekturowymi tackami na szkiełka. Mam tam miejsce na kilkaset szkiełek.

Łukaszu zdzwońmy się wieczorem to pogadamy, jeśli masz czas.

[Marek Wanat]

Trochę się ten temat "uleżał", a ja potrzebowałem akurat więcej czasu, by dopracować odpowiednio tekst o metodyce, bo taki w szczególności powinien być dopracowany. Ale aktualności nie stracił, więc w końcu go zamieszczam z nadzieją, że na coś się przyda.
Grzegorzu, po pierwsze i najważniejsze cieszę się, że szpital stracił już zainteresowanie Twoją osobą. Mogę zatem ze spokojnym sumieniem trochę cię podenerwować
Jesteś niewątpliwie perfekcjonistą. Ale gdybym miał czekać na możliwość oznaczenia okazu tyle, co Ty przez tą rozbudowaną i bezkompromisową preparatykę, szybko bym się zniechęcił do entomologii. Nie mam tyle wolnego czasu, ani cierpliwości Adam wielokrotnie prezentował na tym forum zdjęcia swoich preparatów motyli, którym moim zdaniem nic nie brakuje (no może niekiedy są przebarwione), więc jeśli nawet robi preparaty trochę inaczej, to robi je nie gorzej od ciebie. Dobrze, że te nieporozumienia zostały już wyjaśnione. Metody każdy, na bazie ogólnego schematu i ew. nauk i szkoleń od bardziej doświadczonych nauczycieli, wypracowuje i modyfikuje w szczegółach z czasem sam, dostosowując do swoich potrzeb i możliwości – czasowych, technicznych i finansowych.
Porównując swoją metodykę z twoim opisem Grzegorzu, jestem po wielokroć ignorantem, i to leniwym. Nie mam więc za bardzo czego reklamować, ale skoro pojawiło się pytanie o przydatność twoich metod do preparowania genitaliów Coleoptera, i uznałeś je w sumie za nieprzydatne, to może jednak napiszę jak ja to robię, bo może ktoś znajdzie w tym jakąś przydatną wskazówkę. Wbrew pozorom wygląda to bardzo podobnie, a różnice dotyczą raczej szczegółów, a nie ogólnych zasad. Z zastrzeżeniem, że jednak preparaty chrząszczy wyglądają na „łatwiejsze” niż motyli, a przynajmniej więcej brutalnego traktowania i błędów wybaczają, ze względu na dużo większy udział elementów zesklerotyzowanych i faktycznie sztywnych. Już to, że w wielu rodzinach Coleoptera standardem jest zwykłe naklejenie wyciągniętego fiutka na kartonik obok okazu, bo liczy się praktycznie tylko kształt, a nie jakieś subtelne struktury w środku, wiele tłumaczy. Zatem opiszę pokrótce, jak to u mnie wygląda od lat prawie 20. Wcześniej robiłem klasyczne preparaty w balsamie kanadyjskim, bardziej skomplikowane i czasochłonne przez 2-3 stopniowe odwadnianie. Ale mi się znudziło, no i ksylen przestał mi się podobać...
1. KOH używam w płatkach, wysypuję kilka na oko na rękę (koniecznie suchą!) i wrzucam do naczyńka (chyba ok. 5 ml) , odpowiednio szerokiego, by można było w nim swobodnie manipulować pęsetą czy zakrzywioną szpilką, po czym zalewam do 2/3 wysokości H2O destylowaną. Stężenie więc nieznane (kiedyś recenzent jakiegoś mojego maszynopisu dopominał się wpisania tego w metodyce, to go wyśmiałem), ale raczej spore, na pewno >10%). Z czasem nauczyłem się używać „na oko” podobnej ilości KOH, ale co z tego, skoro w trakcie długotrwałego podgrzewania przy robieniu serii preparatów poziom roztworu w naczyńku potrafi spaść o kilkaset %. Wtedy w końcu dolewam wody destylowanej.
2. Do podgrzewania używam wciąż palnika spirytusowego – obecnie z Paradoxa, bo trudno kupić gdzieś indziej coś sensownego (z racji miejsca pracy do skażonego alkoholu mam dostęp nieograniczony i bezpłatny, a ceny profesjonalnych kuchenek z regulacją grzania poniżej 100 stopni powalają) i stojaka metalowego na 3 nóżkach z metalową płytką-nakładką. Przy odpowiednio dobranych odległościach palnika od naczyńka (różne podkładki z tego co „pod ręką”) i wielkości płomienia, nie ma problemu z zagotowaniem i wypryśnięciem roztworu w naczyńku (to nie powinno się zdarzyć, bo możemy stracić preparat) oraz z bezpieczeństwem (jak zapomnimy albo coś innego nas zajmie, to w końcu alkohol sie wypali i płomień zgaśnie). Tylko pilnujmy, by jakieś papiery się w okolicy palnika nie pałętały, bo przeciąg albo inny przypadek z kategorii tych, co nie powinny się nigdy zdarzyć.... Wszystko, co teoretycznie może się zdarzyć, kiedyś się zdarzy.
3. Oderwany odwłok (małego) chrząszcza wrzucam do naczyńka z roztworem KOH i podgrzewam do „gorącości” przez kilka-kilkanaście minut. Wyjmuję do wody destylowanej i sprawdzam pod binokularem (oczy już nie te, co kiedyś), czy tkanki już się odpowiednio wytrawiły, i ew. dalej podgrzewam w razie potrzeby. Zwykle wystarcza kilka minut, chyba że okaz był utrwalony w stężonym alkoholu, to wtedy zwykle 2-3 x dłużej, bo mocno zdenaturowane białka dużo wolniej reagują na KOH. Zauważyłem przy tym, że pozostawiony w naczyńku roztwór KOH z poprzedniego dnia działa kilkakrotnie wolniej, nie bardzo wiadomo dlaczego, więc każdego dnia sporządzam roztwór z płatków KOH od nowa.
4. Jak już chyba kiedyś pisałem, jako narzędzi do manipulowania samym preparatem używam wyłącznie szpilek entomologicznych (od 000 do 0) trzymanych w palcach, nie uznaję tzw. igieł preparacyjnych. Oprawione jakoś minucje przydały mi się chyba tylko parę razy w życiu, przy okazji rozdzielania narządów gębowych małych ryjkowców, a nie genitaliów. W wielu sytuacjach przydaje się cienka szpilka z haczykowato zakrzywionym czubkiem i warto sobie kilka takich zrobić i trzymać pod ręką. Odpowiednią mozna uzyskać za którymś razem pukając czubkiem o płaską szklaną powierzchnię. Pęsety precyzyjne (najlepsze okazały się te proste) przydają mi się wyłącznie do przenoszenia tego, co się podgrzewa w naczyńku, na szkiełko. Skalpeli nie używam w ogóle, natomiast pędzelki służą mi wyłącznie do ewentualnego przyklejania (mieszaniną śliny z klejem) stóp i czułków okazu do kartonika, jeśli zależy mi, by był spreparowany „wystawowo” albo do zdjęcia „paszportowego” . Nigdy mi nawet do głowy nie przyszło, by używać ich podczas preparatyki genitalnej. Miedzy szkiełkami przenoszę preparaty albo jego elementy już tylko na czubku szpilki trzymanej w palcach. Gliceryna jest lepka, więc zakrzywione szpilki przestają być do przenoszenia potrzebne, przydają się tylko do wyciągania preparatu albo jego fragmentów z wody lub roztworu KOH.
4. Odwłok jest wyławiany zakrzywiona szpilką lub ostrą pęsetą z KOH do H2O destylowanej w naczyńku preparacyjnym (szklana kostka z zagłębieniem, nie wiem jaką to ma polską nazwę i czy w ogóle ma) i w ten sposób płukany chwilę z KOH, po czym przenoszony na szkiełko podstawowe z łezką do kropli H2O destylowanej.
5. Przy tym przeniesieniu występuje znaczna różnica osmotyczna między stężonym roztworem KOH a H2O destylowaną i nierzadko zdarza się osmotyczne napięcie błoniastych struktur takich jak endofallus czy bursa copulatrix. Jeśli coś takiego widzę i jest to dla mnie ważne i warte zarejestrowania, np. do opisu gatunku, to fotografuję to z wody (na szczęście mam czym i stoi pod ręką – wystarczy przejść parę kroków ze szkiełkiem w ręku), bo po przeniesieniu do gliceryny napięta błoniasta struktura (spermateka, bursa, endofallus) nieuchronnie się zapadnie i zniekształci, zwykle bezpowrotnie.
6. Po ew. sfotografowaniu w wodzie, preparat przenoszę szpilką do przygotowanej wcześniej kropli glicerynowego roztworu czerni chlorazolowej. Na jedną do kilku minut, zależy to głównie od wielkości okazu i proporcjonalnej do tego grubości błony genitalnej. Naprawdę cienkich błon praktycznie nie sposób przebarwić, problem może wystąpić tylko przy większych okazach i grubszych błonach i tu trzeba bardzo uważać z czasem barwienia, niekiedy wystarczy mniej niż minuta. U chrząszczy większe okazy zaczynają się w tym kontekście od 8-10 mm, więc nie muszę uważać zbyt często, a preparując w ten sposób głównie Apionidae prawie wcale
7. Nie jest prawdą Grzegorzu, że chlorazol tak źle rozpuszcza się w glicerynie, to co piszesz, to jakiś absurd. Swoje roztwory chlorazolu w glicerynie od lat sporządzam w ten sposób, że nabieram odrobinę czerni na ostry czubek cienkiej szpilki entomologicznej (naprawdę trzeba uważać z ilością!) i wprowadzam do 1-2 kropli gliceryny na szkiełku z łezką, mieszając trochę mechanicznie szpilką po paru minutach, bo kryształki rozpuszczają się „w oczach”. Już na drugi dzień mam gotowy i jednorodny roztwór do barwienia, nawet bez dodatkowego mieszania. Zwykle wychodzi nam wtedy roztwór ciemny i to jest kwestia wprawy i wyczucia, ile tego chlorazolu damy, by w roztworze dało się dostrzec nasz wrzucony w celu wybarwienia preparat. Ale po paru-parunastu próbach będziemy już wiedzieli ile czerni dać, by nie przesadzić i nie otrzymać czarnej otchłani, w której „ginie” wszystko, co się tam wrzuci. Oczywiście w tej metodzie nie ma Grzegorzu w ogóle mowy o jakichś określonych stężeniach barwnika, ani tym bardziej możliwości bieżącej kontroli stopnia wybarwienia, ale uważam to za zbytek łaski i stratę czasu. Szczęśliwie u chrząszczy można sobie to z powodzeniem podarować, a przypuszczam, że u większości motyli też. Preparuję sporo samic ryjkowców, również o wielkości ciała rzędu 1.0-1.5 mm, gdzie niewiele jest zesklerotyzowanych elementów, podobnie albo nawet mniej niż u Microlepidoptera. Takie szkiełko z tym samym glicerynowym roztworem chlorazolu służy mi do barwienia kolejnych preparatów przez nawet kilka tygodni. Przenosząc preparaty z wody stopniowo ten glicerynowy roztwór czerni rozcieńczam, ale póki nie zacznie mi spływać ze szkiełka, nie ma to większego znaczenia i nawet wiele to nie zmienia (chlorazol w wodzie barwi szybciej niż w glicerynie, więc nawet gdy chodzi o tempo barwienia, wychodzi na jedno). Ważne tylko by chronić szkiełko z roztworem czerni przed wszechobecnym kurzem (dla ew. potrzeb przyszłych zdjęć), radzę w tym celu trzymać takie szkiełka do barwienia stale pod szczelnym przykryciem. Ja trzymam kawałki pianki z wielokrotnie używanymi szkiełkami z czernią i czystą gliceryną w przezroczystych pudełkach z pokrywką po 16 czekoladkach Ferrero Rocher. Polecam – moga mieć wiele zastosowań w entomologii, również do hodowli czy przetrzymywania „na żywo” prób przesiewek z winklerów (te pudełka to „patent” Pawła Jałoszyńskiego, nie mój). Kobiety i dzieci bardzo lubią te czekoladki, a nam zostają pudełka – same korzyści Tylko mogłyby być tańsze....
8. Ze szkiełka z roztworem barwiącym preparat przenoszę szpilką na szkiełko z łezka wypełniona wodą destylowaną, albo do tego samego naczyńka, w którym płuczę odwłok wyciagnięty z KOH – to zależy od wielkości obiektu. Na chwilę, zwykle nawet parę razy nim wtedy potrząsam czubkiem szpilki by szybciej odpłukać nadmiar chlorazolu. Taki preparat oglądam w wodzie i sprawdzam, czy czasami nie da się zrobić lepszych zdjęć, jeśli podczas barwienia napięte struktury się nie zapadły (głównie chodzi o spermatekę i jej już wtedy wybarwiony przewód, bo bursa czy endofallus zapadają się praktycznie zawsze, chyba że barwimy je w wodnym roztworze chlorazolu albo mocno rozwodnionej glicerynie). Dla potrzeb ew. zdjęć czasami manipulacji preparatem czy usuwania przeszkadzających fragmentów błon albo tchawek dokonuję już na tym etapie, czyli jeszcze w wodzie.
9. Zazwyczaj jednak po wypłukaniu preparatu w wodzie przenoszę go szpilką na inne szkiełko z łezką, do kropli gliceryny. Tam dokonuję pod binokularem wszelkich manipulacji preparatem, rozdzielania na elementy, rozrywania wybarwionych już i dobrze widocznych błon w odpowiednich miejscach, oddzielania niepotrzebnych zazwyczaj błon i tergitów odwłoka, tchawek itd. W ten sposób, korzystając z nabytej wiedzy jak zbudowany i pofałdowany jest postabdomen, czyli wpuklony do wewnątrz koniec odwłoka z połączonymi tą samą błoną genitalną różnymi sklerytami segmentalnymi i właściwymi genitaliami, przygotowuję zestaw elementów do ewentualnych zdjęć. Albo po prostu oglądam i porównuję z innymi preparatami w celu oznaczenia gatunku. O zdjęciach tyle piszę, bo zdarza mi się dość często preparować gatunki, które trzeba nazwać i opisać, a wtedy zdjęcia są niezbędne. Jeśli dysponujemy pojedynczym takim okazem, to trzeba dochować staranności by nie popsuć preparatu i obfotografować go na każdym etapie, bo obraz napięcia różnych mniej sztywnych struktur może okazać się być nam dany tylko raz w trakcie preparacji, bynajmniej nie na jej końcu w preparacie glicerynowym.
10. Po wszystkim przenoszę wszystkie elementy szpilką do gliceryny w mikrofiolce (mniejszy rozmiar kupiony w Paradoxie – są drogie ale doskonałe, tylko trzeba opanować czynność zatykania jej korkiem - zwykle pomagam sobie szpilką wetkniętą między korek a ściankę fiolki by umozliwić odpowietrzenie) i podpinam pod okaz. Traktuję je jako preparaty trwałe, choć niektórzy ostrzegają, że gliceryna nie chroni przed pleśnieniem (niektóre muzea nie życzą sobie takich preparatów przy holotypach). Nigdy nie widziałem takiego przypadku, choć oglądałem już preparaty w fiolkach z gliceryną mające i 50 lat. Myślę, że wystarczy uważać, by nie pakować do mikrofiolki preparatów z wody i zbytnio gliceryny nie rozwadniać. No i używać w preparatyce wody destylowanej.
11. Zwyczajowo umieszczam w fiolce z gliceryną wszystkie elementy preparatu, również te, jak np. tergity odwłoka wraz z błonami czy skrzydła z tergitami i mięśniami tułowiowymi (u chrząszczy to się zdarza podczas preparowania), które wydają się na bieżąco niepotrzebne. Nigdy nie wiadomo co będzie potrzebne w przyszłości i taką zasadę polecam wszystkim. Nawet gdyby to wszystko pomieścić, potrzebna jest druga mikrofiolka z gliceryną.
12. U chrząszczy preparaty na szkiełkach przykrywane szkiełkami nakrywkowymi, nieważne w balsamie czy w euparalu, raczej nie są praktykowane. Z prostego powodu, do celów diagnostycznych penisy i tegmeny trzeba oglądać w różnych planach, przynajmniej od góry i z boku, co przykryty preparat uniemożliwia. Poza tym najczęściej edeagus u chrząszczy jest łukowato wygięty i sztywny - przykryty szkiełkiem układa się zawsze na boku. Dzięki współpracy z różnymi osobami mam też trochę doswiadczenia z preparatami w euparalu na kartonikach obok okazu, więc niczym nie przykrytymi, i to też się nie sprawdza. Euparal jest za rzadki i nie przykrywa odpowiednio wystających elementów, a dla endofallusów z jakimiś rozbudowanymi sklerytami wewnętrznymi, ta metoda powinna być wręcz zabroniona, bo głównie psuje preparat, zwykle nieodwracalnie. Nawet gdy uda nam się przełożyć taki penis do balsamu albo gliceryny by go obejrzeć w świetle przechodzącym, to zwykle kosztem nieodwracalnego zapowietrzenia endofallusa. Dobrą alternatywą są preparaty w balsamie kanadyjskim na kartonikach z przezroczystego tworzywa. Niczym nie przykrywane, by można było po 1 dniu, używając ksylenu, ustawić obiekt szpilką w pożądanej pozycji, albo ją zmienić gdy potrzebne są dwa rzuty. Tak robiłem dawno temu. Ale to wszystko kosztem dłuższego czasu wykonania preparatów balsamowych, no i kontaktu z paskudnym ksylenem.

Nie wiem na ile przydatny będzie ten przydługi opis dla innych, nieważne motylarzy, czy chrząszczarzy. Piszę go, nie ukrywam, że trochę sprowokowany przez perfekcjonizm Grzegorza, by pokazać, że niekoniecznie musimy aż tak bardzo przejmować się recepturami, stężeniami i traktować tego całego preparowania jak jakąś magię. Zwłaszcza gdy potrzebujemy tego tylko do oznaczenia gatunku, a nie do jego opisania i opublikowania stosownych ilustracji, które faktycznie powinny być dopracowane. Dużo ważniejsze jest by wiedzieć, co jest czym w aparacie kopulacyjnym, co jest istotne i by tego nie uszkodzić podczas preparowania, niż to, czy go mocniej czy słabiej wybarwimy i czym, albo jakie są stężenia roztworów barwiących.

[Jacek Kurzawa]

Niemal wszystkie czynności i procedury wykonuję w ten sam sposób, jesli nie tak samo to w każdym razie podobnie.

Różnice zauważyłem tylko w trzech miejscach:

Zazwyczaj jednak po wypłukaniu preparatu w wodzie przenoszę go szpilką na inne szkiełko z łezką, do kropli gliceryny. Tam dokonuję pod binokularem wszelkich manipulacji preparatem, rozdzielania na elementy, rozrywania wybarwionych już i dobrze widocznych błon w odpowiednich miejscach, oddzielania niepotrzebnych zazwyczaj błon i tergitów odwłoka, tchawek itd.

To oczyszczanie kopulatora robię po wyjęciu z wody, na podlożu z gąbki lub szkle, czyli „na mokro” i „na płasko”. Nie robiłem tego w glicerynie, ponieważ służyła mi ona do zatapiania kopulatora. Do niej wkładam już gotowy preparat. Nie barwiłem dotąd błon i to jest druga różnica wynikająca stąd, że najczęsciej preparatyka kopulatorów miała na celu przyjrzenie się częsciom twardym (tegmen, aedeagus) rzadziej błoniastym czesciom. Dopiero od niedawna przy mniejszych kozach zabezpieczałem endophallusy. No i wilaśnie, niestety, niebarwione. A po kilku ltach te błony w glicerynie jaśnieją i dopiero teraz widać, że warto byłoby je podbarwić.

Kolejna różnica: dotąd nie używalem wody destylowanej do płukania, jedynie zwykłej wody.

Nie wiem na ile przydatny będzie ten przydługi opis dla innych, nieważne motylarzy, czy chrząszczarzy. Piszę go, nie ukrywam, że trochę sprowokowany przez perfekcjonizm Grzegorza, by pokazać, że niekoniecznie musimy aż tak bardzo przejmować się recepturami, stężeniami i traktować tego całego preparowania jak jakąś magię.

Tak, perfekcjonizm motylarzy jest bardziej widoczny w ich pracach a stopień trudności uzyskania preparatów często wyższy. Preparatyka jest środkiem do dotarcia do informacji i w sumie najbardziej zależy mi na niej podczas zajmowania się problemem. Wtedy też robię zdjęcia i opisuję cechy. Perfekcjonizm tu jest niepotrzebny – w ten sam sposób rozrabiam KOH, tak samo podgrzewam, na wyczucie. Lubię ekperymentować przez co wyłapuję róznice warunków i czasami przypadkiem zdarza mi się coś odkryć. Dlatego zamiast sztywnej receptury wolę taką bardziej opisową: „ciasto nie za gęste, patelnia dobrze rozgrzana, mało tłuszczu i lej nie za dużo ciasta, aby " " nie był za gruby. I od razu wiadomo, jak zrobić dobrego naleśnika...

Warto byłoby może pofilmować nasze prace. W dzisiejszych czasach to jest własciwie łatwo dostępna technika a sam film może pokazać wiele, czego się nie opisze.

[Grzegorz Banasiak]

Marku, no wreszcie jakiś profesjonalny głos trafia pod strzechy naszych domów
Bardzo fajnie, że opisałeś technikę dla Coleoptera, myślę, że wiele osób chciało to robić ale nie za bardzo wiedziało jak.

"Demonizujesz" nieco mój "perfekcjonizm", mnie również zdarza się coś schrzanić, nie wszystko wychodzi tak jak bym chciał, normalka. Kiedy wymyślam coś nowego w "technice" zawsze mam pod ręką niewykorzystane okazy z samołówki, których używam do testowania.

Od jakiegoś czasu powoli, bo to dość długotrwały proces porządkuję swój zbiór i digitalizuję dane. Kiedy parę lat temu zacząłem pisać nowe EntomoLabels prowadziłem bardzo szeroką korespondencję z wieloma kustoszami zbiorów biologicznych, przeglądałem rozmaite bazy danych, poznałem problemy związane z digitalizacją zbiorów. Nie dziwię się, przecież to biolodzy a nie informatycy. Nie da się zostać analitykiem i projektantem baz danych po krótkim kursie czy przeczytaniu paru książek, podobnie zresztą jak biologiem. A w większości właśnie oni porywali się na takie projekty. Kiedy po latach te rozwiązania się nie sprawdzają trudno już temu zaradzić. Błędy w warstwie logicznej są - bez dużych kosztów - nie do wyeliminowania.
I wtedy wpadłem na pomysł jak to powinno wyglądać w amatorskim zbiorze, żeby w przyszłości łatwo było taki zbiór przekazać do muzeum - z natychmiastową korzyścią "cyfrową", łatwością przekształceń danych - a w czasie teraźniejszym łatwo wyszukiwać informacje.

Wracając do preparatów. Słusznie napisałeś, że każdy modyfikuje tzw. technikę do swoich potrzeb i przyzwyczajeń, korzysta z różnych narzędzi, jedne lubi mniej inne bardziej to też normalka. Oczywiście w oparciu o pewien podstawowy standard. Jeśli cel sporządzania preparatów jest stricte determinacyjny - to nie trzeba się męczyć, wiele gatunków oznaczam nawet nie wyciągając genitaliów z odwłoka bo po maceracji są widoczne przez oskórek - i często takie zostawiam w glicerynie. Wszystko zależy od celu. Obecnie część preparatów przygotowuję w przyszłych celach publikacyjnych i stąd takie a nie inne starania. Wiele preparatów jest też wykonywanych w technologii "masówka" i tu aż tak dużej uwagi do jakości nie przywiązuję.

Rozpuszczania czerni chlorazolowej w glicerynie w Twojej technice nigdy nie robiłem. Wrzucenie kryształków do buteleczki z gliceryną 86% nie spowoduje szybkiego rozpuszczenia a roztwór będzie niejednorodny przez tygodnie. Dlatego podtrzymuję swoją opinię o kiepskim rozpuszczaniu czerni w glicerynie.

Na koniec podpowiem osobom, które nie chcą wydawać pieniędzy na absurdalnie drogie mikropojemniki na genitalia jak je zrobić samodzielnie w cenie kilku złotych za 100 szt.
Do ich wykonania potrzeba PCR'ówek 0.2ml i linki silikonowej o średnicy 5mm dostępnej na Allegro w cenie 4 zł. za metr. PCR'ówkę należy skrócić odcinając część z "koreczkiem" z 21mm do ok 15mm. Ja zrobiłem sobie do tego celu mały przyrządzik i takie cięcie robi się równo i szybko nożem do tapet. Z linki silikonowej odcinam kawałki po 8mm (też mały przyrządzik mam do tego) i to wszystko. Na zdjęciach możecie zobaczyć jak to wygląda. Używam tego od dawna z dobrym skutkiem, zarówno do preparatów tymczasowych jak i glicerynowych docelowych. Zdjęcie telefonem ale widać wszystko co trzeba.
Przygotowuję sobie trochę takich kapsułek na szpilkach, już z gliceryną i w razie potrzeby szybko umieszczam preparat. Dodatkową zaletą jest doskonała widoczność zawartości (mleczne dostępne w sprzedaży są pod tym względem o wiele gorsze).

[Aliem]

Cześć. Dopiero uczę się preparowania kopulatorów i chciałbym pokazać swoje pierwsze preparaty w wodzie. Ze zbieranych i suszonych motyli, które z różnych względów nie nadawały się do rozpięcia, wybrałem 3 Elachista poae do treningu przygotowywania preparatów. Niestety wszystkie okazały się samcami. Na szczęście mam jeszcze kilka suszek, na których mogę ćwiczyć i mam nadzieję, że trafią się samice. Na zdjęciach znajduje się mój pierwszy preparat z łuskami i mój najlepszy, z którego udało się usunąć większość łusek.

[Grzegorz Banasiak]

Jeśli uczysz się preparatyki genitalnej to zaczynaj od nieco większych gatunków niż Elachisty. Druga sprawa to narzędzia używane do preparowania. Poza umiejętnościami manualnymi istotny jest odpowiedni sprzęt. W jakimś innym wątku pokazywałem pędzelki, które idealnie sprawdzają się przy takich pracach, muszą być bezwzględnie wykonane z naturalnego włosia, te syntetyczne zupełnie się nie sprawdzają. Nie preparuj w wodzie, znacznoie lepsza jest gliceryna, może być apteczna. Ważne są też igły preparacyjne, można szpilkami osadzonymi w wykałaczkach lub grubszymi minucjami. Do cięcia ja używam skalpeli okulistycznych, są bardzo małe i ostre, kupić je trudno, ja dostałem po znajomości od znajomego lekarza.
Kiedy oczyszczasz odwłok z łusek, zrób to dokładnie, co jakiś czas przenoś do nowej kropli gliceryny, rób powoli i dokładnie. Kiedy odwłok będzie już "czysty" oddziel aparat od oskórka i działaj w nowej czystej kropli.
Powodzenia. W razie pytań chętnie odpowiem.

[Aliem]

Dziękuję za rady! Niestety na razie nie posiadam większych gatunków, na których mógłbym uczyć się preparacji genitaliów. Mój warsztat w kwestii preparatyki jest bardzo ubogi i wyposażony do niezbędnego minimum. Korzystam z igły preparacyjnej, czyli w stępionej insulinówce osadziłem minucje 0.10, insulinówki w roli ostrza, szpilki 0. W pędzelek jeszcze muszę się wyposażyć. Staram się ćwiczyć na tym co mam, znam i w tych rodzinach, w których chcę się doszkolić w kwestii aparatów kopulacyjnych, z czego Elachista poae były największe i to od nich spróbowałem zacząć.

[Grzegorz Banasiak]

Ważne, że zacząłeś i próbujesz. Większość prac opisujących preparatykę jest dość ogólna a - jak wiadomo - diabeł tkwi w szczegółach. Każdy wypracowuje sobie jakieś metody, techniki, dostosowuje narzędzia ale ogólne zasady są w miarę ustandaryzowane. Z całą pewnością warto zobaczyć jak ktoś to robi, wtedy wiele spraw nagle staje się jasnych i prostych.
Gdybyś potrzebował pomocy to możesz zapytać tutaj albo PW albo zadzwonić (najlepiej wieczorem).

[Aliem]

Dzień dobry, z racji, że zimowa aura nastała, postanowiłem poćwiczyć wykonywanie preparatów kopulacyjnych. Traf chciał, że uzyskanego kopulatora nie jestem w stanie przyporządkować do żadnej rodziny, a ponieważ jest to okaz z pojemnika z suszkami, czyli z motylami, których nie udało się należycie spreparować, z okazu pozostało niewiele. Proszę szanowną społeczność o pomoc/podpowiedź, do jakiego rodzaju może należeć motyl oraz proszę o linki do stron, z których mógłbym skorzystać przy porównywaniu preparatów genitaliów. Pozdrawiam.

Zdęcie kopulatora 1

kopulator1.jpg (20.34 KiB) Przejrzano 5170 razy

Zdjęcie kopulatora 3

kopulator2.jpg (186.42 KiB) Przejrzano 5170 razy

Zdjęcie kopulatora 2

kopulator3.jpg (161.15 KiB) Przejrzano 5170 razy

[Aliem]

Po szczegółowym obejrzeniu resztek motyla, którego kopulator wstawiłem powyżej, udało mi się ustalić gatunek. Jest to Recurvaria leucatella. Proszę o podzielenie się stronami internetowymi, które zawierają wiedzę o kopulatorach motyli. Pozdrawiam.

[Grzegorz Banasiak]

Zdjęcia z gliceryny wychodzą kiepsko, przed zrobieniem zdjęć nakryj szkiełkiem nakrywkowym nie będzie tak dużych zniekształceń światła.
Załączam dwie fotki genitaliów tego gatunku z sieci (w google znajdziesz niemal wszystko).