Cephennium ruthenum

[Pawel Jaloszynski]

Jak wygladaja gatunki nalezace do rodzaju Cephennium nie bede pokazywal, bo wystarczy spojrzec na C. majus w atlasie profesora Borowca, zeby z grubsza miec pojecie o czym mowa. Caly duzy rodzaj jest strasznie jednolity morfologicznie i wsciekle trudno sie te maluchy oznacza (typowe rozmiary to 1 mm i mniej). W Polsce jest duze zamieszanie ze starymi rekordami, bo materialy sprzed kilkudziesieciu lat (nie mowiac juz o tych wspominanych przez autorow przedwojennych) byly nagminnie blednie oznaczane. Widzialem okazy ze zbiorow Rybinskiego oznaczane tak fantastycznie, ze az trudno uwierzyc (nawet podstawowe, zewnetrzne cechy nie mialy prawa sie zgadzac...). Wiec w sumie ani nie wiadomo ile gatunkow u nas dotychczas naprawde stwierdzono, ani na ile mozna wierzyc jakimkolwiek doniesieniom literaturowym innym niz dotyczacym pospolitego C. majus (ktore jest po prostu najwiekszym polskim Cephennium i tylko to wystarczy, zeby ten gatunek rozpoznac). Ponizej pokazuje fiut nowego dla Polski gatunku, C. ruthenum ruthenum Machulka, ktory jest o tyle interesujacy, ze nie mozna go oznaczyc z FHL. Nie mozna, bo go tam w ogole nie ma... W czasie powstawania tego dziela C. ruthenum bylo znane wylacznie z Ukrainy, a wiec nie weszlo do klucza ze wzgledu na zakres geograficzny. Dopiero ostatnio w katalogu palearktycznym pojawily sie jeszcze dwa panstwa (Rumunia i Maroko) przy pozostalych podgatunkach, ale w dalszym ciagu rozmieszczenie tego kompleksu jest bardzo slabo poznane (moim skromnym zdaniem podgatunki zoufali i fleischeri powinny byc odrebnymi gatunkami). Marek Wanat mial szczescie zlapac niedawno ladna serie w Bieszczadach, wiec mamy jednego scydmaenida wiecej w polskiej faunie. Co ciekawe, w ISEZ w Krakowie znalazly sie okazy tego gatunku pochodzace ze starszych czasow, tez lapane w Bieszczadach, ale przelezaly sobie w gablotach oznaczone jako C. carpathicum. Co ciekawe, ten ostatni gatunek byl podawany z Polski i musi u nas byc, ale jak dotychczas nie mialem w reku ani jednego dobrze oznaczonego, polskiego okazu, wiekszosc to bylo zle oznaczone C. slovenicum (ktorego wedlug KFP w zasadzie u nas nie ma...). Akurat temu sie nie dziwie, bo wbrew temu, co stoi w kluczu w FHL, C. slovenicum i C. carpathicum nie da sie oznaczyc po cechach zewnetrznych, tylko fiuty daja 100% pewnosc. Poniewaz trudno dotrzec do jakiejkolwiek literatury, z ktorej mozna oznaczyc C. ruthenum, pokazuje edeagus tego gatunku, na wypadek, gdyby ktos tutaj mial jakies dziwne okazy Cephennium w zbiorze. Ten rodzaj jest tak tajemniczy i slabo zbadany, ze nawet jak ktos znajdzie u nas endemita iberjskiego to mnie to nie zdziwi. Caly ten rodzaj to jeden wielki burdel taksonomiczny, ale o tym dlugo by pisac. W kazdym razie wnioski dwa: jak sie chce znalezc cos nowego dla Polski, to biegiem na Tarnice, na pewno cos wpadnie; i bardzo ostroznie podchodzic do kluczy w FHL...

[Tomek Klejdysz]

No...Nareszcie coś ciekawego (odmiennego niż posty w stylu "co to?"). Te najmniejsze są najciekawsze! Brakowało mi na Forum Twoich postów Pawle i proszę o więcej
Pozdr.

[Jacek Kalisiak]

Przyłączam się do oczekiwania na więcej takich tematów:!:

[Tomasz Mokrzycki]

Hej!
Strzał w dziesiątkę .
Pozdrawiam

[Pawel Jaloszynski]

Chcialoby sie czasem cos wiecej napisac, ale zwykle po zaladowaniu forum nie daje rady niczego dalej otworzyc, wot tiechnika...

Z ciekawostek zwiazanych z naszymi gatunkami tego rodzaju warto jeszcze wspomniec, ze u C. carpathicum woreczek wewnetrzny jest na tyle delikatny i latwy do przemieszczenia w czasie preparacji, ze ciagle nie znalazlem okazu, z ktorego moglbym zrobic rysunek. A przerylem juz wiekszosc duzych europejskich kolekcji... Ponadto w roznych subpopulacjach C. slovenicum widac wyraznie zroznicowanie na osobniki z pojedyncza szczecina na kazdej paramerze i z duza liczba szczecin; biorac pod uwage bardzo duza jednolitosc morfologiczna tej grupy gatunkow i uproszczenie budowy edeagusa, byc moze trzeba bedzie blizej sie przyjrzec tym szczegolom. Tylko potrzeba chociaz ze stu okazow do przyzwoitej morfometrii, a tylu chyba nawet ze wszystkich znanych mi muzeow nie da sie wyskrobac. Moze ktos sie kiedys tym zajmie i zrobi sie z tego jakies blizniacze "C. polonicum", kto wie. O maly wlos i mielibysmy C. polonicum - Claude Besuchet pol wieku temu tak zaetykietowal okazy pochodzace z "Galicji", majac w planach opisanie ich jako nowy gatunek. Ale nigdy tego nie zrobil, i chyba dobrze, bo troche pozniej Lazorko opisal ten gatunek pod nazwa C. dariae, a wszystkie okazy z serii Claude'a tak naprawde pochodza nie z Polski, a z Ukrainy.
Pawel

[Tomek Klejdysz]

Sporo się czyta o technikach preparacji, w tym „patroszeniu” w celu pobrania „organów”. Jednak ja chciałbym zobaczyć na żywo Pawle jak wyjmujesz fiutka z 1milimetrowego chrząszczyka...

Najmniejsze robale, jakie patroszyłem były wielkości ok 2,5 mm, i to już był problem dla mnie. Samo oddzielenie odwłoka i wygotowanie go w KOH to pryszcz, później dopiero zaczynała się zabawa. Nawet z idealnym wzrokiem są problemy by dostrzec czy gotowany odwłok w probówce znajduje się w płynie, czy może przykleił się do ściany probówki. Po przelaniu zawartości probówki na szalkę też nie zawsze jestem pewien czy przypadkiem kopulator nie został w probówce. No i później trzeba go znaleźć na szalce, (co nie zawsze jest łatwe). Następnie przekładanie do innych płynów – tu kopulator często „ucieka” do ścianek szalki, gdzie powierzchnia płynu jest zwykle wyżej niż na środku szalki a przy małej głębi ostrości, przy dużym powiększeniu (niezbędnym przy tak małych obiektach) jest trudno dostrzegalny lub wręcz nie widoczny. Później manewrowanie kopulatorem w płynie – już przy samym dotknięciu powierzchni płynu, w który fiutek się znajduje, zaczyna on bezwładnie dryfować... i ciężko ustawić go w odpowiedniej pozycji. Następnie zatapianie fiutka w medium. Podczas manewru wyjmowanie kopulatora z płynu i przenoszeniu na szkiełko, napięcie powierzchniowe „ściska” go w małą bryłkę, (jeśli posiada jakieś wyrostki czy szczeciny nabiera on nie naturalnego wyglądu). W sumie można go jakoś poobracać w zatapianym medium, ale nie jest to już to samo, co świeżo wygotowany...

Może ktoś miał podobne problemy i nauczył sobie z nimi radzić?

W każdym razie – respect Pawle...

[Przemek Zięba]

Mistrzu Pawle nie dajcie się długo prosić i opowiedzcie jak to z tymi małymi fiutkami się robi, ciekawość mnie zżera jak sobie z takim fiutkiem można poradzić....
Tomku Twoja opowieść aż mnie zadziwiła, jako że w tak zaawansowaną preparatykę nigdy się nie bawiłem, to przypomniałem sobie moje boje z larwami Ixodidae....dużo większymi niż te fiutki...
stąd też opowieść Pawła mogła by być wielce pomocną

[Jacek Kalisiak]

Dopiero co temat był poruszany w wątku:
viewtopic.php?t=6860
i było odesłanie do opisu dokładnego Pawła:
viewtopic.php?t=2427

Oczywiście pytań nigdy dosyć, a z preparatką najmniejszych chrząszczy Paweł ma ogromne doświadczenie. Proponuję jednak dużo ćwiczyć

Ja gotuję w naczynku wagowym i to pozwala łatwiej odnaleźć preparat, można nawet włożyć pod binokular Ponadto oglądam na świeżo na szkiełku. Woda szybko paruje i dodatkowo zniekształca, więc oglądam w glicerynie.

[Przemek Zięba]

można nawet włożyć pod binokular Ponadto oglądam na świeżo na szkiełku. Woda szybko paruje i dodatkowo zniekształca, więc oglądam w glicerynie.

Preparujesz 1 mm chrząszczyki??? Bo o tym rozmawiamy i pomimo, że Paweł szczegółowo opisuje w poprzednich postach swoje działania, to odpowiedzi jak radzi sobie z 1mm chrząszczykami nie daje.

Mnie interesują kwestie techniczne, więc zapytam, jakiej wielkości jest fiutek 1 mm chrząszczyka w takim razie i jakich powiększeń używasz, ba zapytam jakiej klasy binokular wykorzystujesz, tudzież jakie oświetlenie , czysto techniczne zapytanie. Interesuje mnie ponieważ zamierzam przenieść Wasze doświadczenie koleopterologiczne na całkiem inny grunt chociaż też entomologiczny.

BTW wydaje mi się że jeśli już preparat jest wykonany, prześwietlony to chyba wygodniej jest go oglądać pod zwykłym mikroskopem w świetle przechodzącym nie odbitym....
No i interesuje mnie jeszcze instrumentarium do takiej preparatyki, minucję potrafię osadzić ale czy nie jest ona za wielka do preparatyki tak małych narządów??/

[Jacek Kalisiak]

Te 1mm rzadko, ale jedyne problemy jakie widzę, to ten który poruszał Tomek, czyli wydobycie aparatów kopulacyjnych bez uszkodzenia okazu. To zależy moim zdaniem wyłącznie od sprawności manualnej i daje się wykonywać pod binokularem. Drugi problem poruszasz ty, czyli odpowiedni sprzęt, ale to też moim zdaniem wyłącznie kwestia oglądania ostatecznego preparatu, który jako taki można przygotować pod binokularem.

Minucje są wystarczającym narzędziem, to tylko kwestia wprawy. Nadal uważam, że to co trzeba Paweł opisał wystarczająco dobrze.

Tomek wspominał o nieco większych okazach i oglądaniu "na świeżo". Ja często oglądam strukturę przestrzenną zesklerotyzowanych płytek wewnętrznych kopulatora i wygodniej mi to robić na preparacie, który mogę obracać. Tak że wiele zależy od celu i rodzaju operacji wykonywanych na obiekcie. W wypadku kopulatorów małych chrząszczy najczęściej chodzi o ich wydobycie z okazu, oczyszczenie i osadzenie w medium. Do tego wystarczą narzędzia podobnej średnicy, co sam kopulator, a więc np. szpilki i minucje.

[Przemek Zięba]

Ok dzięki, trochę mi się rozjaśniło w ,,łopotynie"

[Pawel Jaloszynski]

Rzeczywiscie w tego typu preparatyce jest sporo detali, ktore trudno opisac, a wystarczy pokazac, zeby w piec sekund wszystko bylo jasne. Ja preparuje bardzo czesto fiuty z chrzaszczy ponizej 1 mm (wszystkie Cephennomicrusy, ktore naleza do moich ulubionych scydmaenidow, maja ponizej 1 mm, a najmniejsze 0,6 mm dlugosci ciala; oznacza sie je wylacznie po fiutach), kopulatory nierzadko maja ponizej 0.1 mm dlugosci (dokladnie dzisiaj w nocy robilem taki, ktory mial 0,07 mm). Najwiekszym problemem jest tu faktycznie mozliwosc zgubienia tak malego obiektu, ktory trzeba przekladac z jednego naczynia do drugiego. Samo wypreparowanie to zwykle jest najlatwiejsza czesc roboty, chociaz schody zaczynaja sie jesli rownoczesnie chce sie miec nieuszkodzone terminalne segmenty odwloka (te schowane w srodku, otaczajace fiuta). Albo jak sie chce wypreparowac jedna zuwaczke z takiego malucha, bez uszkadania glowy. Tutaj problemem jest w jaki sposob przytrzymac okaz, zeby od niego cos tak malego oderwac, bo latwo wyrwac cala glowe, albo wrecz ja zniszczyc.

Kilka wskazowek z mojej praktyki (kazdy bedzie to robil inaczej, bo to kwestia przyzwyczajenia i kontroli nad wlasnymi palcami, ale pewne rzeczy warto wiedziec):

1. Optymalnym obiektem do preparacji jest okaz z alkoholu. Etanol musi miec 70%, jesli bedzie wiecej okaz zesztywnieje. Zaleta zaczynania preparacji od okazow przechowywanych w etanolu jest ich calkowite odpowietrzenie od razu na starcie, wiec przy sprawnej pracy wystarczy edeagus przeprowadzic do ksylenu bez koniecznosci usuwania powietrza ze srodka. Druga zaleta jest taka, ze u tak malych chrzaszczy edeagus zwykle przeswieca przez sternity odwloka i bez patroszenia od razu widac czy to samiec czy samica, co przy suchych okazach nie zawsze jest oczywiste. Oszczedza to wiele pracy i niepotrzebnego rozpreparowywania samic.

2. Sama preparacja zawsze w kropli wody. W malej kropli, zeby okaz nie latal jak jajko w sosie musztardowym. Jesli okaz jest bardzo wypukly czy z innych powodow trudny do utrzymania w jednym miejscu, preparacje mozna prowadzic na zmoczonym skrawku recznika papierowego. Sa takie reczniki z wytloczonym wzorem, skladajacym sie z okraglych wglebien. Maly kawalek recznika z takim wlasnie wglebieniem moze bardzo pomoc w pracy.

3. Jesli fiut jest bardzo maly i ryzyko zgubienia go jest duze, trzeba sie starac nie odrywac go calkowicie od otaczajacych struktur. Latwiej operowac kawalkiem odwloka, z ktorego wystaje wstepnie wypreparowany, ale jeszcze nie oderwany fiut. Ostatecznej separacji mozna dokonac na samym koncu, w kropli balsamu. Uwaga: edeagus nie moze byc ciagle otoczony przez segmenty odwloka, musi byc tak zrobiony, zeby wystarczylo szpilka odciac czy oderwac go od pozostalych struktur. Inaczej ksylen tak usztywni calosc, ze moze byc duzy problem z odpreparowaniem tych niepotrzebnych struktur.

4. Po wyciagnieciu fiuta nie wolno pozwolic mu przeschnac.

5. Ja niezaleznie od rozmiarow potrafie przeniesc mala krople wody z wiszacym w niej posrodku obiektem za pomoca pesety o bardzo waskich koncowkach, ale to wymaga duzego wyczucia i przy jego braku mozna latwo zmiazdzyc obiekt. Bezpieczniejsza technika jest przenoszenie za pomoca dwoch minucji. Mozna jedna minucje rozhartowac w plomieniu i wygiac jej czubek w petle. Mozna tez zaopatrzyc sie w kilka pipet Pasteura, ulamac kapilary do rozsadnej dlugosci, zeby latwo bylo operowac, i przenosic obiekty za pomoca tejze pipety. Jak to robic pisac nie bede, chwila zabawy z pipeta pozwoli wyczuc co i jak.

6. Po wyciagnieciu fiuta z okazu przenosze go do PCR-owki z izopropanolem i wkladam ja do styropianu z dziurami. Kazda probowka ma swoj numer, kartka z takim samym numerem wedruje na szpilke pod okaz, z ktorego fiut zostal wyjety. Kiedy przychodzi czas przeniesc obiekt z tej probowki, odwracam ja do gory nogami i czekam az obiekty w niej plywajace osiada na wewnetrznej stronie wieczka. Kiedy to nastapi, ostroznie odwracam probowke do normalnej pozycji, w taki sposob, zeby plyn wrocil na dno, a obiekty, ktore w nim byly, zostaly na wieczku. Teraz trzeba w taki sposob otworzyc probowke, zeby nic nie zgubic, i to wymaga niestety troche praktyki, wiec trudno opisac, latwiej pokazac. Ostateczna pozycja probowki jest taka, ze za pomoca szpilki moge przeniesc fiuta spoczywajacego na wewnetrznej powierzchni wieczka do ksylenu, ktory juz mam przygotowany w poblizu.

7. Odrobine ksylenu, potrzebna do odwodnienia, przenosze mala pipeta do malego, plastikowego naczynia przyklejonego do szkielka podstawowego (moze byc jakikolwiek kawalek szkla, szalka Petriego, wszystko jedno). Ja uzywam odcietych wieczek od PCRowek, po prostu przyklejam je do czegos wiekszego, co daje mozliwosc latwiejszego operowania caloscia. Jak sie ufajdaja nie zal wywalic i wziac nowe. Dzieki temu fiut mi nie gania po jakims duzym naczyniu, tylko caly czas pod binokularem widze cala zawartosc tego zaimprowizowanego zbiornika i zuzywam jednorazowo jakies 100 ul ksylenu.

Mistrzu Przemku, ja bym z wielka przyjemnoscia pokazal to wszystko w praktyce, ale teraz nawet nie mam mikroskopu w Polsce... Mam nadzieje, ze kiedys da sie zrobic jakies praktyczne demonstracje.

Pawel

[Przemek Zięba]

Mam nadzieje, ze kiedyś da się zrobić jakieś praktyczne demonstracje.

Pawel

Byłoby miło może zrobiłbyś jakiś mały filmik, tzn nagrał chociaż pewnie to łatwe chyba nie będzie ale nie jest niemożliwe....
Mam taki chytry plan odnośnie całkiem innej grupy owadów i troche szkolenia by się przydało...
Pawle co robisz by woda nie wyparowywała zbyt szybko?? Domyślam się że używasz oświetlenia ,,zimnego" jakieś diody etc.. halogeny czy inne wynalazki
pozdrawiam - jak będziesz kiedyś miał czas no i zechcesz to może zorganizuj jakieś warsztaty z mikro preparatyki, warto by było!!!
P.

[Pawel Jaloszynski]

Byłoby miło może zrobiłbyś jakiś mały filmik, .

Nie ma szans, za male to wszystko.

Pawle co robisz by woda nie wyparowywała zbyt szybko??

Szczerze mowiac, to nie wiem Preparuje wystarczajaco szybko, zeby nie miec tego problemu? Moze dodaje krople jak wysycha? To sa rzeczy tak automatyczne, ze moge sobie nie zdawac sprawy, ze je robie

Pawel

[marion]

Dva kusy u hranic s Polskem - tento na Ďurkovci a druhý Stužica u Nové Sedlice