Parazytoidy kózek i bogatków
Jacek Hilszczański

 

Wstęp

Zarys biologii

Przegląd ważniejszych rodzin

Metody zbioru, hodowli i preparowania



        Wielu entomologów w tym i koleopterologów nie zwraca uwagi na pojawiające się w hodowlach parazytoidy traktując je co najwyżej jak niepożądanych gości. Miejmy nadzieję, że przedstawione tutaj informacje przyczynią się do zmiany nastawienia do tych niezmiernie interesujących, a zarazem słabo poznanych owadów.
 

        Wstęp
       

Fot. 1. Samiec niedawno opisanego gatunku gąsienicznika Xorides ilignus  Hilszczański.

        W ogromnym bogactwie świata owadów jedną z najliczniejszych grup systematycznych są parazytoidy należące do rzędu błonkówek Hymenoptera. Powszechne, pospolite występowanie sprawia, że przeprowadzając hodowle chrząszczy bardzo często mamy do czynienia z tymi owadami. Niestety, trudna i stosunkowo słabo opracowana systematyka, niewielka liczba specjalistów oraz brak polskojęzycznych kluczy do oznaczania parazytoidów, zniechęcają wielu badaczy. Z drugiej strony nieumiejętne postępowanie z odłowionymi lub wyhodowanymi okazami sprawia, że wiele niejednokrotnie cennych materiałów zostaje zmarnowanych. Informacje tutaj zaprezentowane mają na celu przybliżenie biologii, metod hodowli, zbioru i preparowania parazytoidów związanych z owadami rozwijającymi się w drewnie.

 

 

    Zarys biologii

    Błonkówki należące do grupy Hymenoptera Apocrita swój rozwój larwalny odbywają żerując na przedimaginalnych, rzadziej imaginalnych stadiach innych owadów rzadziej pajęczaków. Zasiedlone przez larwy wielu gatunków chrząszczy pnie i gałęzie drzew oraz krzewów stanowią jedną z nisz ekologicznych penetrowanych przez wyspecjalizowaną grupę parazytoidów. Samice tych gatunków porażają przebywające w żerowiskach larwy, rzadziej przedpoczwarki i poczwarki, a wyjątkowo imagines chrząszczy należących do takich rodzin jak Cerambycidae, Buprestidae, Scolytidae i inne.

 

Proces wyszukiwania i porażania ukrytego pod korą lub w drewnie żywiciela jest dosyć skomplikowany, w tym celu parazytoidy wykształciły wiele interesujących przystosowań. Znaczna grupa gatunków, szczególnie gąsienicznikowatych, stosuje metodę wyszukiwania ofiar, przypominającą zasadę działania sonaru. Polega ona na przekazywaniu do podłoża za pomocą czułków drgań wytwarzanych w ciele samicy. Odbierane następnie sygnały dźwiękowe umożliwiają wykrycie krytej larwy. 

Fot. 2. Samiczka Xorides depressus (Holm.), parazytoida larw Phaenops cyanea F.

   

 Inną prostszą metodą jest odbieranie za pomocą czułków dźwięków (drgań) wytwarzanych przez żerującą larwę. Jedną ze wskazówek pozwalającą odnaleźć żywiciela może być także promieniowanie podczerwone powstające w wyniku metabolizmu ofiary. U części gatunków podstawowe znaczenie przy wyszukiwaniu ofiar odgrywają także bodźce zapachowe. Do porażenia ofiary, czyli złożenia jaja, służy tzw. pokładełko. Samice parazytoidów wbijają lub przeciskają pokładełko przez warstwę kory lub drewna dzielącą je od miejsca przebywania żywiciela. Inną metodę w dotarciu do żywiciela obrały samice gatunku Histeromerus mystacinus WESM., które przegryzają się przez chodniki larwalne głównie dużych zmorszników, docierając bezpośrednio do celu.

Po zakończeniu rozwoju najczęściej wraz ze zjedzeniem całej larwy żywiciela, parazytoid sporządza podłużny miękki kokon w którym zimuje z reguły w postaci larwy lub poczwarki do wiosny następnego roku, kiedy to wygryza się jako postać dojrzała.


        Przegląd ważniejszych rodzin

 

    W obrębie rzędu błonkoskrzydłe Hymenoptera wyróżniamy kilka rodzin parazytoidów, w których wszystkie lub część gatunków związana jest z przedimaginalnymi stadiami rozwojowymi kambio- i ksylofagicznych chrząszczy. W ramach rodziny gąsienicznikowate Ichneumonidae zalicza się do nich kilka podrodzin np.: Acaenitinae, Xoridinae, Poemeniinae, Cryptinae, Rhyssinae.

    Do najczęściej spotykanych, także w hodowlach, parazytoidów porażających między innymi larwy Cerambycidae i Buprestidae należą Xoridinae, niewielka rozprzestrzeniona w całym świecie podrodzina, licząca cztery rodzaje. W faunie Polski występują 3 rodzaje: Ischnoceros GRAV., Odontocolon CUSHM., oraz Xorides LATR. (Fot.1,2,3), , przy czym najpospolitszy u nas gatunek X. praecatorius (F.) posiada zestaw żywicieli liczący kilkadziesiąt gatunków, głównie z rodziny kózkowatych (Cerambycidae). Podobną

Fot. 3. Samica bardzo rzadkiego gatunku Xorides hedwigii Clem., razem z resztkami kokonu i larwy żywiciela Mesosa curculionoides (L.) w kapsułce żelatynowej.

morfologią charakteryzują się Poemeniinae podrodzina licząca u nas 5 rodzajów, owady te obok larw chrząszczy porażają również larwy żądłówek z rodziny Sphecidae gnieżdżące się w różnego rodzaju otworach w drewnie. Między innymi z larwami kambio- i ksylofagicznych chrząszczy związane są także gatunki z podrodziny Pimplinae należące do rodzajów: Dolichomitus SMITH, Ephialtes SCHRANK i Townesia OZOLS oraz kilka gatunków podrodziny Cryptinae, jak Echthrus reluctator L., Demopheles corruptor TASCH. czy Helcostizus restaurator (F.)

    W ramach rodziny Braconidae jako parazytoidy szczególnie kózkowatych, duże znaczenie posiadają Helconinae. Owady z rodzajów Helcon NEES i Helconidea VIERECK należą do jednych z największych przedstawicieli męczelkowatych w Europie, osiągając długość ciała do 15 mm.

    Najliczniejszą podrodzinę Braconidae związaną z omawianą grupą troficzną stanowią Doryctinae. Gatunki należące do Doryctinae osiągają niewielkie rozmiary 2-6 mm, w związku z tym ich żywicielami są zwykle larwy chrząszczy należących do małych przedstawicieli Cerambycidae i Buprestidae oraz kornikowate Ipidae. Najczęściej spotykanymi reprezentantami tej podrodziny są szeroko rozprzestrzenione, żyjące w różnych środowiskach gatunki z rodzajów: Dendrosoter WESM., Doryctes HALIDAY (Fot.4)  i Spathius NEES.

    Ciekawą chociaż rzadko spotykaną rodziną parazytoidów są Aulacidae (Fot.5), których w Polsce stwierdzono zaledwie 5 gatunków. Do parazytoidów kózek i bogatków zalicza się także rodzinę Orussidae, Stephanidae oraz liczne grono drobnych gatunków należących do nadrodziny Chalcidoidea, która związana jest przede wszystkim z żywicielami o mniejszych rozmiarach np. kornikami.

 

          Metody zbioru, hodowli i preparowania
 

    Tradycyjne metody połowu owadów, tj. czerpakowanie za pomocą siatki entomologicznej, czy bardziej skomplikowane odłowy do pułapek samołownych typu Malaise'go lub Moericke'go (żółte miski) znajdują zastosowanie przy zbiorze omawianej grupy owadów,

Fot. 4. Samiec Doryctes leucogaster Nees, częsty parazytiod larw spuszczela Hylotrupes bajulus.

podobnie jak wobec innych grup systematycznych. Ciekawe wyniki uzyskuje się zwłaszcza przy zastosowaniu pułapek samołownych w środowiskach mało dostępnych dla entomologa, np. w koronach drzew. Prostym, a zarazem skutecznym sposobem pozyskania postaci dojrzałych, jest wypatrywanie i odławianie imagines penetrujących zasiedlone przez chrząszcze drzewa.
    Bez wątpienia najbardziej wartościową metodą, wnoszącą wiele do ogólnej wiedzy o parazytoidach, jest hodowla. Najodpowiedniejszym miejscem przechowywania zebranych do hodowli czynnych żerowisk chrząszczy są szklane, przewiewne pojemniki.

 

    Trzeba jednak pamiętać, aby nie dopuścić do nadmiernego przesuszenia hodowli. W tym celu można ją od czasu do czasu zraszać lub wstawić do środka naczynie z wodą, która parując stopniowo, zapewnia stałą wilgotność. W miarę możliwości każdego parazytoida należy hodować pojedynczo, unika się wtedy pomyłek i wątpliwości związanych z określaniem żywiciela. Przeprowadzając hodowlę większej partii materiału zasiedlonego przez różne gatunki owadów, dla uniknięcia pomyłek w informacjach o żywicielu, stosujemy opis ogólny np. „z gałęzi Quercus robur z Phymatodes testaceus, Ph. alni, Scolytus intricatus i Agrilus sulcicollis". Taka informacja jest dużo bardziej wartościowa niż próby „trafienia" w żywiciela np. poprzez wybranie najliczniejszego. Dane dotyczące hodowli powinny zawierać także nazwę porażonego stadium żywiciela, datę zbioru w terenie „zeb.", datę wylęgu parazytoida „wyl." z zaznaczeniem czy hodowla była przeprowadzana w warunkach domowych „wew.", co z reguły nie odpowiada naturalnemu terminowi pojawu w terenie. Cenne są także wszelkie dane dotyczące miejsca zbioru oraz wieku i wyglądu rośliny żywicielskiej.


    Uzyskane z hodowli imagines parazytoidów najlepiej pozostawić żywe aż do naturalnej śmierci w czystych probówkach, zamykanych dla zapewnienia dostępu powietrza zatyczkami z korka. Jeśli warunki nie pozwalają na zastosowanie tej metody, należy imagines zatruć. Najlepiej nadającym się do tego środkiem jest octan etylu. Wskazanym jest, aby po wylęgu owady pozostały przez pewien czas żywe, pozwala im to wybarwić się prawidłowo i pozbyć się nadmiaru tłuszczów.

 

Fot. 5. Samiczka nowego dla Polski aulacida Pritaulacus gibbator (Thunb.)

    Preparowanie powinno być wykonane w możliwie jak najkrótszym czasie od śmierci owada posiadającego wtedy odpowiednią elastyczność. Owady nie przeznaczone do preparowania przechowujemy w 80% roztworze alkoholu etylowego lub po uprzednim dokładnym wysuszeniu, w szczelnych czystych probówkach. Dla omawianej grupy najlepsze są dwa sposoby preparowania. Pierwszy - stosowany w przypadku większych okazów (powyżej l cm) polega na nabijaniu na szpilki entomologiczne (najlepiej rozmiar 0 lub 1). Owada przebijamy przez śródplecze nieco z prawej strony od jego lini środkowej. Należy przy tym uważać aby szpilka od spodu przebiła się pomiędzy przednimi a środkowymi biodrami (Fot.1). W przypadku mniejszych okazów stosujemy tzw. metodę Townesa, czyli przyklejanie owada do boku szpilki. W tym celu nanosimy na szpilkę niewielką ilość kleju, a następnie przykładamy ją z boku ciała owada, prostopadle do dłuższej osi tułowia, na wysokości skrzydeł (Fot.2). Najlepszymi w tej metodzie są kleje rozpuszczalne w alkoholu, zachowujące elastyczność. W obu metodach spreparowane okazy powinny znajdować się na wysokości około 2/3 szpilki od dołu, dla zapewnienia miejsca na etykietki itp. podobnie jak chrząszcze.


    Bardzo ważną sprawą w przypadku hodowli pojedynczych parazytoidów jest preparowanie razem z imago na oddzielnym kartoniku kokonu oraz resztek po żywicielu. Do tego celu najlepiej nadają się jednak przeźroczyste kapsułki żelatynowe, w których umieszczamy suchy kokon i resztki ofiary, a następnie nabijamy je na szpilkę pod właściwym okazem parazytoida (Fot.3). Umożliwia to późniejsze zweryfikowanie oznaczeń żywiciela.

     Często zachodzi konieczność przesłania owadów np. do oznaczenia. Najlepszym sposobem jest wysyłanie prawidłowo opisanych okazów „na mokro", w szczelnych probówkach z roztworem alkoholu etylowego. Suche, spreparowane okazy unieruchamiamy przed wysłaniem tak, aby nie obijały się o siebie i nie kręciły na szpilkach. W obu przypadkach najbezpieczniej jest umieścić owady w małych pudełkach, a następnie w większych wypełnionych materiałem neutralizującym wstrząsy, np. kawałkami styropianu.
 


Jacek Hilszczański
Instytut Badawczy Leśnictwa
Zakład Ochrony Lasu
ul. Bitwy Warszawskiej 1920 r. Nr 3.
00-973 Warszawa
[email protected]


Skrót z artykułu opublikowanego w Wiad. entomol. 1997. 16(1): 43-50.

 


entomo©2001 - 2016 - www.entomo.pl